Оптимизация применения защищенных пенициллинов для лечения инфекций дыхательных путей

Читайте в новом номере

Импакт фактор - 0,584*

*пятилетний ИФ по данным РИНЦ

Регулярные выпуски «РМЖ» №18 от 21.09.2007 стр. 1298
Рубрика: Болезни дыхательных путей

Для цитирования: Белобородов В.Б. Оптимизация применения защищенных пенициллинов для лечения инфекций дыхательных путей // РМЖ. 2007. №18. С. 1298

Введение Эффективность применения антибиотиков b–лактамов требует соблюдения некоторых условий, основными из которых являются: наличие чувстви­тельности возбудителя к данному антибиотику (1), правильного дозирования препарата (2), возможности попадания (пенетрации) препарата в очаг инфекции (3) и необходимых условий для подавления флоры в первичном очаге, очаге отсева или в крови (4). Прак­ти­че­ское обоснование первого условия базируется на результатах проведения обширных эпидемиологических и микробиологических исследований, направленных на определение этиологической структуры инфекций и чувствительности флоры к антибиотикам. Второе условие (выбор дозы) определяется в процессе доклинических (in vitro, на животных) и 2–3 фазы клинических исследований новых препаратов. Третье условие (пенетрация) обычно выполняется in vitro на моделях животных или у добровольцев и только в некоторых случаях, когда забор сред на исследование концентрации антибиотиков не сопряжен с опасностью для пациентов, может проводиться в клинических условиях с соблюдением всех требований медицинской этики. Четвертое условие является недоступным для прямого исследования и поэтому выполняется в виде математического моделирования, в основу которого положены реальные данные по чувствительности флоры к конкретному антибиотику, дозировке и методе введения антибиотика, которые с высокой степенью достоверности способны предсказать клиническую эффективность препарата и позволяют оптимизировать его применение в клинических условиях.

Эффективность применения антибиотиков b–лактамов требует соблюдения некоторых условий, основными из которых являются: наличие чувстви­тельности возбудителя к данному антибиотику (1), правильного дозирования препарата (2), возможности попадания (пенетрации) препарата в очаг инфекции (3) и необходимых условий для подавления флоры в первичном очаге, очаге отсева или в крови (4). Прак­ти­че­ское обоснование первого условия базируется на результатах проведения обширных эпидемиологических и микробиологических исследований, направленных на определение этиологической структуры инфекций и чувствительности флоры к антибиотикам. Второе условие (выбор дозы) определяется в процессе доклинических (in vitro, на животных) и 2–3 фазы клинических исследований новых препаратов. Третье условие (пенетрация) обычно выполняется in vitro на моделях животных или у добровольцев и только в некоторых случаях, когда забор сред на исследование концентрации антибиотиков не сопряжен с опасностью для пациентов, может проводиться в клинических условиях с соблюдением всех требований медицинской этики. Четвертое условие является недоступным для прямого исследования и поэтому выполняется в виде математического моделирования, в основу которого положены реальные данные по чувствительности флоры к конкретному антибиотику, дозировке и методе введения антибиотика, которые с высокой степенью достоверности способны предсказать клиническую эффективность препарата и позволяют оптимизировать его применение в клинических условиях.
Амоксициллин и амоксициллин/
клавуланат (А/К)
Амоксициллин относится к классу b–лактамных антибиотиков и группе полусинтетических пеницил­линов. Исходным продуктом для получения амоксициллина был ампициллин. При наличии сходной активности в отношении чувствительных микроорганизмов амоксициллин отличается от ампициллина очень высокой биодоступностью – способностью всасываться из пищеварительного тракта и создавать высокие концентрации препарата в плазме. В настоящее время амоксициллин широко применяется для лечения инфекций, вызванных грамположительной флорой – стрептококками, в том числе энтерококками (стрептококками группы D), листериями и грамотрицательной флорой – гемофилами (не продуцирующими b–лактамазы), другими возбудителями. Поэтому клиническими показаниями для назначения амоксициллина являются амбулаторные инфекции верхних и нижних дыхательных путей, инфекции кожи и мягких тканей, вызванные стрептококками, а в условиях стационара – инфекции, вызванные энтерококками (эндокардит) и листериями (менингит).
Добавление к амоксициллину клавулановой кислоты – ингибитора b–лактамаз – привело к существенному расширению спектра активности препарата за счет грамотрицательных возбудителей инфекций верхних дыхательных путей, способных к продукции b–лактамаз (Haemophilus influenzae, Moraxella catarrhalis) и анаэробов. Поэтому А/К (Аугментин) широко приме­няется в качестве одного из важнейших препаратов для лечения инфекций верхних и нижних дыхательных путей, анаэробных инфекций, других инфекций, вызванных чувствительной флорой.
Основные тенденции резистентности возбудителей инфекций верхних дыхательных путей
При проведении крупных эпидемиологических исследований была показана различная активность ампициллина и А/К в отношении наиболее актуальных возбудителей. Так, в США при изучении 1537 клини­ческих штаммов Haemophilus influenzae в 1994–95 гг. было показано, что резистентность к ампициллину составила 39%, а к А/К – 4,5% [1]. В другом исследовании в США резистентность к ампициллину, связанная с продукцией БЛЗ у H.?influenzae, составляла от 15 до 32% [2].
В Канаде у пациентов с инфекциями верхних дыхательных путей, вызванных H?influenzae и Moraxella catarrhalis (1997– 2002), было показано, что 23% из 7566 штаммов H.?influenzae и 92% из 2314 штаммов M.?catarrhalis продуцировали b–лактамазы. В среднем резис­тент­ность к амоксициллину и А/К составила 19,3 и 0,1% соответственно [3].
При проведении международного исследования PROTEKT (1999–2000), посвященного глобальному изуче­нию распространенности продукции БЛЗ у Haemo­philus influenzae и Moraxella catarrhalis, было показано, что продукция БЛЗ у H.?influenzae широко варьирует – от 1,8% (Италия) до 65% (Южная Корея) [4]. Из 2948 изученных штаммов 489 (16,6%) были продуцентами БЛЗ. Однако не выявлено корреляций между географией выделения штаммов H.?influenzae и продукцией БЛЗ. Из 1131 штаммов M.?catarrhalis 92% были продуцентами БЛЗ. При этом большинство штаммов оставалось чувствительными почти ко всем изученным антибиотикам (за исключением ампициллина). В целом исследование PROTEKT подтвердило наличие проблемы широкого распространения продуцентов БЛЗ среди H.?influenzae и M.?catarrhalis.
По данным крупного международного исследования SENTRY, посвященного глобальному мониторингу чувствительности возбудителей внебольничной пневмонии, наиболее актуальными возбудителями остаются H?.influenzae и Streptococcus pneumoniae (1997–2001). Всего изучено 6515 штаммов S.?pneumoniae и 6726 штаммов H.?influenzae. Резистентность к ампициллину имелась у 25% штаммов H.?influenzae и существенно не различалась у пациентов с внебольничной и нозокомиальной пневмонией [5].
Механизмы резистентности
Haemophilus influenzae к антибиотикам
Продукция БЛЗ является основным механизмом, определяющим резистентность к ампициллину и другим b–лактамным антибиотикам у H.?influenzae и M.?catarrhalis. В середине 90–х годов прошлого века при изучении более чем 1500 штаммов H.?influenzae было обнаружено два интересных факта: 39 штаммов, не способных синтезировать БЛЗ, имели промежуточную чувствительность или были резистентными к ампициллину, а 17 штаммов – продуцентов БЛЗ были резистентными к А/К [1]. Штаммы H.?influenzae первой группы оказались очень необычными, а микроорганизмы со свойствами, подобными второй группе, не были ранее описаны в литературе. Они составили 2,5 и 1,1% всех штаммов соответственно. В других крупных международных исследованиях штаммы, резистентные к ампициллину без продукции БЛЗ (BLNAR), встречались редко: от <0,1% до 0,3%, причем в основном эту особенность обнаруживали у возбудителей инфекций пациентов, которые нуждались в госпитализации [4,5].
Несмотря на определенные разногласия в оценке распространенности этих необычных механизмов резистентности, эта проблема существует и изучается. Роль продукции БЛЗ и изменения пенициллин–связывающих белков (ПСБ) в развитии резистентности к АМ и А/К была изучена у 2 штаммов H.?influenzae, продуцирующих БЛЗ и резистентных к А/К (BLPACR). Для сравнения были изучены 7 штаммов H.?influenzae, не продуцирующих БЛЗ и резистентных к АМ (BLNAR). Все штаммы были получены от пациентов из Японии. Обнаружено, что БЛЗ относятся к классу TEM и имелись у обоих штаммов BLPACR. При сравнении аминокислотной последовательности генов, кодирующих БЛЗ этих штаммов, обнаружена 100%–я гомология с генами, кодирующими продукцию b–лактамаз класса TEM–1, активность которых должна полностью подавляться ингибитором b–лактамаз клавулановой кислотой. Доказано, что резистентность к А/К не могла быть связана с мутацией БЛЗы или наличием других БЛЗ, в том числе расширенного спектра, активность которых не может быть полностью подавлена клавулановой кислотой. При этом 2 изученных штамма, как и 7 штаммов BLNAR, имели множественные мутации в области ftsI, кодирующей структуру пенициллин–связывающего белка 3 типа. Целенаправленная трансформация штамма H.?influenzae Rd с амплификацией генов ftsI из двух BLPACR и двух BLNAR штаммов не привела к появлению резистентности к А/К, подобной родительским штаммам. Тем не менее считается, что резистентность к А/К у обоих штаммов BLPACR связана с изменением структуры пенициллин–связывающего белка 3 типа [6].
Оптимизация применения
амоксициллина/клавуланата
Важным условием применения b–лактамных антибиотиков является необходимость поддерживать в крови концентрацию препарата, превышающую в 2–4 раза минимальную подавляющую концентрацию (МПК) для данного конкретного возбудителя инфекции, в интервале между последующими дозами вводимого препарата [7]. Строго говоря, в целом киллинг микробов с помощью b–лактамных антибиотиков не зависит от дозы. Его эффективность в основном зависит от периода, когда свободная концентрация препарата (не связанная с белками) остается выше минимальной подавляющей концентрации (МПК = MIC – в англоязычной литературе) для данного микроорганизма, этот период обычно обозначается в виде «T>MIC» [8–10]. Однако концентрация, необходимая в определенный интервал дозирования для обеспечения оптимальной клинической эффективности, может быть различной, так как это зависит также от вида b–лактамного антибиотика и условий, возникающих в очаге инфекции (например, уровня бактериальной нагрузки).
В клинической практике применяют несколько режимов дозирования АМ и клавулановой кислоты [11], изучаются новые режимы дозирования [12]. Актуаль­ность выбора режимов дозирования и форм препаратов заключается в оптимизации показателя T>MIC и эффективности лечения респираторных инфекций, вызванных наиболее актуальными микробными возбудителями: Haemophilus influenzae и Streptococcus pneumoniae [12].
Результаты фармакокинетического
моделирования лечения инфекций,
вызванных микробами с нормальными МПК
к антибиотикам
Проведено сравнение бактерицидной активности в фармакокинетической модели различных дозировок (875/125 мг 2 раза и 500/125 мг 3 раза в сутки) А/К в отношении различных штаммов H.?influenzae – продуцентов БЛЗ. В результате исследования (табл. 1) концентрация АМ к концу исследования (24 часа) имела тенденцию к наиболее высокому бактерицидному эффекту при дозировке 500/125 мг 3 раза в сутки по сравнению с 875/125 мг 2 раза в сутки. Количество колониеобразующих бактерий снизилось до 2,6 lg для штамма H.?influenzae LH 2803 и до 1,8 lg для остальных. Эти различия не имели достоверных статистических различий. Еще более высокий бактерицидный эффект имела наиболее высокая доза препарата, когда рост флоры отсутствовал в конце суток применения препарата.
Целью антимикробной терапии является достижение максимальной бактерицидной активности в отношении возбудителей инфекции. Результаты исследований in vitro и на моделях животных показали, что разные классы антибиотиков обладают разными фармакокинетическими и фармакодинамическими свойствами, которые необходимо учитывать для достижения оптимальных параметров лечения.
Киллинг микробов b–лактамными антибиотиками называется время–зависимым, выражается в % и обозначается «T>MIC». Его расчет производится по от­но­шению периода времени, когда концентрация препарата превышает МПК определенного возбудителя в про­ме­жутке между введениями препарата. Существен­но в меньшей степени киллинг зависит от концентрации препарата. Кроме того, b–лактамные антибиотики характеризуются коротким или вовсе отсутствием постантибиотического эффекта [8,14,15]. В исследованиях у животных было показано, что концентрация антибиотиков в промежутках между введениями препарата не постоянно превышает МПК. При моделировании инфекций легких и мягких тканей, T>MIC для b–лактамных антибиотиков в отношении Streptococcus pneumoniae должен составлять примерно 40–50% для того, чтобы 90–100% мышей выздоравливало в течение 4 суток лечения. Если T>MIC составлял только 20%, то все животные погибали [9]. У мышей с нейтропенией были изучены концентрации АМ, необходимые для подавления S.?pneumoniae. Показано, что при назначении антибиотика через 8 часов животные выздоравливали через 4 суток при условии поддержания T>MIC на уровне 40% [16].
В клинических исследованиях эти данные были подтверждены при исследовании пациентов с острым средним отитом, вызванным S.?pneumoniae и H.?influenzae. Микробиологическую эффективность доказывали с помощью повторного проведения тимпаноцентеза. Для достижения 80–85% бактериологической эффективности цефалоспоринов и пенициллинов в отношении S.?pneumoniae и H.?influenzae показатель T>MIC должен составлять соответственно 50 и 40% [9,10].
При моделировании фармакокинетики А/К в дозе 875/125 мг 2 раза в сутки или 500/125 мг 3 раза в сутки было обнаружено появление роста флоры вскоре после снижения концентрации свободной фракции антибиотика ниже МПК и ни один режим дозирования не позволял достигать бактерицидного эффекта в течение короткого периода лечения. Средний период превышения МПК ампициллином в течение 24 часов после введения 875/125 мг 2 раза в сутки составлял 42% для H.?influenzae LH 2803 и для 38% других возбудителей. Для режима 500/125 мг 3 раза в сутки эти же показатели составили 50 и 44%. Более высокий показатель T>MIC был получен при применении 500/125 мг 3 раза в сутки. Это соответствовало данным экспериментальных исследований о более высокой эффективности трехкратного применения препарата, однако количество исследований не позволило получить статистически достоверные различия. При исследовании фармакокинетики высокой дозы препарата возобновление роста флоры было отмечено только у одного штамма (1041) при снижении концентрации препарата до уровня МПК, однако эрадикация была достигнута после введения второй дозы препарата. Показатель T>MIC составил 79% для H.?influenzae LH 2803 и 73% для остальных штаммов с МПК 0,75 мг/л. Важно отметить, что определяемая концентрация клавулановой кислоты наблюдалась только в 45% случаев 24–часового лечения. Отсут­ствие продолженного роста флоры, несмотря на низкий уровень концентрации клавулановой кислоты, можно объяснить наличием пост–b–лактамазин­гиби­тор­ного эффекта (по аналогии с постантибиотическим эффектом) [17]. В экспериментах со статической концентрацией, когда показатель T>MIC составлял 100% в течение всего периода исследования, не было обнаружено возобновления роста флоры.
Ограничения данной модели заключаются в невозможности оценки синергичного эффекта антибиотиков, влияния на факторы иммунной защиты и в большей степени отражают ситуацию, возникающую у пациентов с иммунными нарушениями. Тем не менее режимы дозирования, использованные в данном исследовании, позволяли достигать показателя T>MIC для амоксициллина несколько меньшего, чем 50%. Однако этот уровень оказался достаточным для достижения бактерицидного эффекта в течение первых 24 часов лечения. При применении высокой дозы препарата, при которой показатель T>MIC увеличивался, концентрация клавулановой кислоты оказывалась такой же, как в исследованиях с более низкой дозой амоксициллина, и, тем не менее, все штаммы микроорганизмов погибали после 24 часов лечения. Результаты данного исследования подтверждают предшествующие исследования [8–10] и указывают, что более высокая антибактериальная эффективность достигается в том случае, если увеличивается показатель T>MIC. Однако с точки зрения экономической целесообразности режим дозирования 500 мг 3 раза в сутки (1500 мг в сутки), обладающий приемлемым показателями T>MIC и эффективности (выше необходимых 40%) в отношении исследованных штаммов H.?influenzae, может оказаться более выгодным, чем режим дозирования 2000 мг 2 раза в сутки (4000 мг в сутки).
Результаты фармакокинетического
моделирования инфекций с возбудителями
с повышенными МПК к антибиотикам
Как было представлено выше, фармакологической целью применения амоксициллина является достижение показателя T>MIC на уровне 40–50% для того, чтобы эффективно подавлять S.?pneumoniae in vitro и в экспериментальных моделях на животных. Этот показатель можно повысить в экспериментальных и клинических условиях с помощью применения более высокой дозы, более частого введения препарата или применения формы препарата, из которой антибиотик медленно выделяется. Фармакологически оптимизированный амоксициллин/клавуланат может содержать более высокую дозировку амоксициллина (1125 мг амоксициллина тригидрата и 125 мг клавуланата натрия), и при его применении показатель T>MIC почти всегда выше 50% для штаммов S.?pneumoniae с МПК 4 мг/л, что было показано у добровольцев [10]. Данных по фармакодинамике А/К в отношении H.?influenzae имеется существенно меньше, а эффективность препарата в отношении очагов инфекции с высокой концентрацией микробов практически не исследована. Поэтому было проведено исследование фармакологически оптимизи­ро­ван­ной формы А/К в отношении штаммов S.?pneumoniae с МПК амоксициллина >3 мг/л и H.?influenzae с МПК >2 мг/л. Кроме того, проведено сравнение со стандартными дозировками в отношении высокой (108 КОЕ/мл) и низкой (106 КОЕ/мл) концентрации S.?pneumoniae и H.?influenzae [18].
Определение фармакодинамических параметров для оптимизации антибактериального эффекта препарата является очень важным для клинической практики, так как позволяет выбирать оптимальные режимы дозирования, даже при наличии относительной резистент­ности возбудителей.
Основным отличием фармакокинетического моделирования и реальной клинической практики при лечении пациентов с инфекциями дыхательных путей является то, что в клинической практике мы редко знаем точное количество микробов в очаге инфекции. При математическом моделировании могут использоваться различные данные, в том числе и с более низкой микробной нагрузкой, чем в реальных условиях [19].
При применении модели у крыс с нейтропенией было показано, что достижение T>MIC для амоксициллина на уровне 40% приводит к максимальному снижению не более чем на 104 КОЕ/мл S.?pneumoniae [20]. У нейтропенических мышей при T>MIC А/К на уровне 60% снижение микробной нагрузки составляло 103 [21]. Максимальный клиренс бактерий наблюдался при T>MIC на уровне 50–60% и концентрации S.?pneumoniae 106 КОЕ/мл.
Недавно показано, что при таком уровне T>MIC для А/К клиренс H.?influenzae в течение суток составлял 73–79% от исходного уровня 106 КОЕ/мл. [22]. Имеются сведения о том, что антибактериальный эффект в отношении H.?influenzae и S.?pneumoniae имеет сходную характеристику и не зависит от микробной нагрузки. Однако это может быть связано с тем, что для различных исследований применяли разные штаммы и разные аналитические методы.
При моделировании инфекций дыхательных путей у крыс фармакокинетически оптимизированный А/К (16:1) эффективно снижал количество бактерий трех штаммов S.?pneumoniae, МПК которых составляла 8 мг/л. При низкой концентрации микробов у 2 штаммов пневмококков были получены такие же данные, как на модели крыс, чего не было получено при высокой концентрации микробов. Фармакологически оптимизированная форма препарата приводила к гибели 99,9% микробов в течение 12 часов у штаммов с МПК 6 мг/л, чего не наблюдалось при стандартной дозировке. В обеих моделях оптимизированная форма А/К была активна в отношении S.?pneumoniae и H.?influenzae с МПК 4 мг/л [23]. Стандартная формула А/К (7:1) оказалась эквивалентной оптимизированной для штаммов S.?pneumoniae с МПК 5 мг/л. Однако для штаммов с более высокой МПК при применении стандартной дозировки клиренс микробов был более низким.
Заключение
Резистентность микробов к антибактериальным препаратам in vitro не всегда приводит к клинической неэффективности этих препаратов. И, наоборот, высокая чувствительность к препарату не является единственным условием клинической эффективности лечения тем же самым препаратом. Важнейшей причиной этих противоречий являются микробиологические различия в интерпретации чувствительности к амоксицил­ли­ну/клавуланату в Северной Америке и Европе [24,25].
Применение амоксициллина в достаточной дозировке или в виде оптимизированной формы (повышенной дозировке), позволяющей получать максимально достаточный уровень показателя T>MIC, даже в отношении инфекций, вызванных возбудителями с уровнем МПК (до 6 мг/л), будут иметь высокую клиническую эффективность.
Для лечения большинства нетяжелых и среднетяжелых амбулаторных инфекций, по–видимому, должна применяться обычная дозировка препарата. Для лечения тяжелых инфекций, при которых микробная нагрузка может быть выше, требуется применение более высоких доз препарата или применение оптимизированных форм.
Оценка эпидемиологических тенденций резистентности внебольничной флоры должна найти отражение не только в выборе конкретных препаратов, но и в оптимизации их дозировок.



Литература
1. Doern GV, Brueggemann AB, Pierce G et al. Antibiotic resistance among clinical isolates of Haemophilus influenzae in the United States in 1994 and 1995 and detection of beta–lactamase–positive strains resistant to amoxicillin–clavulanate: results of a national multicenter surveillance study. Antimicrob Agents Chemother. 1997 Feb;41(2):292–7.
2. Pfaller MA, Ehrhardt AF, Jones RN. Frequency of pathogen occurrence and antimicrobial susceptibility among community–acquired respiratory tract infections in the respiratory surveillance program study: microbiology from the medical office practice environment. Am J Med. 2001 Dec 17;111 Suppl 9A:4S–12S; discussion 36S–38S.
3. Zhanel GG, Palatnick L, Nichol KA et al. Antimicrobial Resistance in Haemophilus influenzae and Moraxella catarrhalis Respiratory Tract Isolates: Results of the Canadian Respiratory Organism Susceptibility Study, 1997 to 2002. Antimicrob Agents Chemother. 2003, 47 (6): 1875–1881.
4. Hoban D, Felmingham D. The PROTEKT surveillance study: antimicrobial susceptibility of Haemophilus influenzae and Moraxella catarrhalis from community–acquired respiratory tract infections. J Antimicrob Chemother. 2002 Sep;50 Suppl S1:49–59.
5. Gordon KA, Biedenbach DJ, Jones RN. Comparison of Streptococcus pneumoniae and Haemophilus influenzae susceptibilities from community–acquired respiratory tract infections and hospitalized patients with pneumonia: five–year results for the SENTRY Antimicrobial Surveillance Program. J Antimicrob Chemother. 2003 Dec;52(6):1018–21. Epub 2003 Oct 29.
6. Matic V, Bozdogan B, Jacobs MR et al. Contribution of beta–lactamase and PBP amino acid substitutions to amoxicillin/clavulanate resistance in beta–lactamase–positive, amoxicillin/clavulanate–resistant Haemophilus influenzae. Diagn Microbiol Infect Dis. 2003 Aug;46(4):285–9.
7. Eagle H, Fleischman R, Musselman AD. Effect of schedule of administration on the therapeutic efficacy of penicillin. Am J Med 1950; 9: 280–99.
8. Craig WA, Andes D. Pharmacokinetics and pharmacodynamics of antibiotics in otitis media. J Pediatr Infect Dis 1996; 15: 255–9.
9. Craig WA. Pharmacokinetic/Pharmacodynamic parameters: Rationale for antibacterial dosing of mice and men. Clin Infect Dis 1998; 26: 1–12.
10. Dagan R, Klugman KP, Craig WA, Baquero F. Evidence to support the rationale that bacterial eradication in respiratory tract infection is an important aim of antimicrobial therapy. J Antimicrob Chemother 2001; 47: 129–40.
11. Todd PA, Benfield P. Amoxicillin/clavulanic acid: an update of its antibacterial activity, pharmacokinetic properties and therapeutic use. Drugs 1990; 39: 264–307.
12. Kaye C, Allen A, Perry S et al. The clinical pharmacokinetics of a new pharmacokinetically enhanced amoxicillin/Clavulanic acid formulation. Clin Therapeut 2001; 23: 578–84.
13. Lo?wdin E, Cars O, Odenholt I. Pharmacodynamics of amoxicillin/clavulanic acid against Haemophilus influenzae in an in vitro kinetic model: a comparison of different dosage regimens including a pharmacokinetically enhanced formulation. Clin Microbiol Infect 2002; 8: 646–653.
14. Vogelman B, Gudmundsson S, Turnidge J et al. Correlation of antimicrobial pharmacokinetic parameters with therapeutic efficacy in an animal model. J InfectDis 1988; 158: 831–47.
15. Cars O. Efficacy of beta–lactam antibiotics: integration of pharmacokinetics and harmacodynamics. Diagn Microbiol Infect Dis 1997; 27: 29–33.
16. Andes D, Craig WA. In vivo activities of amoxicillin and amoxicillin–clavulanate against Streptococcus pneumoniae: application to breakpoint determinations. Antimicrob Agents Chemother 1998; 42: 2375–9.
17. Thorburn CE, Moleworth SJ, Sutherland R, Rittenhouse S. Postantibiotic and post b–lactamase inhibitor effect of amoxicillin plus clavulanate. Antimicrob Agents Chemother 1996; 40: 2796–2801.
18. MacGowan AP, Noel AR, Rogers CA, Bowker KE. Antibacterial Effects of Amoxicillin–Clavulanate against Streptococcus pneumoniae and Haemophilus influenzae Strains for Which MICs Are High, in an In Vitro Pharmacokinetic Model. J Antimicrob Chemother 2004; 48(7): 2599–2603.
19. Darley E, Bowker K, Lovering A et al. Use of meropenem 3g once–a–day for outpatient treatment
of infective exacerbations of bronchiectasis. J. Antimicrob. Chemother. 2000;45:247–250.
20. Woodnutt G, Berry V. Two pharmacodynamic models for assessing the efficacy of amoxicillin–clavulanate against experimental respiratory tract infections caused by strains of Streptococcus pneumoniae. Antimicrob.Agents Chemother. 1999;43:29–34.
21. Andes D, Craig WA. In vitro activities of amoxicillin and amoxicillin–clavulanate against Streptococcus pneumoniae: application to breakpoint determinations. Antimicrob. Agents Chemother. 1998; 34:2375–2379.
22. Lowdin E, Cars O, Odenholt I. Pharmacodynamics of amoxicillin–clavulanic acid against Haemophilus influenzae in an in vitro kinetic model: a comparison of different dosage regimens including a pharmacokinetically enhanced formulation. Clin. Microbiol. Infect. 2002; 8:646–653.
23. Berry V, Singley C, Satterfield J, Woodnutt G. Efficacy of a pharmacokinetically enhanced formulation of amoxicillin/clavulanate against experimental respiratory tract infection in rats caused by H. influenzae. Clin. Microbiol. Infect. 2002; 8(Suppl. 1): 1375, 322.
24. British Society for Antimicrobial Chemotherapy Working Party. 2001. Antimicrobial susceptibility testing: BSAC Working Party report. J. Antimicrob. Chemother. 48:S1.
25. National Committee for Clinical Laboratory Standards. 2000. Methods for antimicrobial susceptibility testing for bacteria which grow aerobically, 5th ed. Approved standard M7–A5. NCCLS, Wayne, Pa.


Оцените статью


Поделитесь статьей в социальных сетях

Порекомендуйте статью вашим коллегам

Предыдущая статья
Следующая статья

Авторизируйтесь или зарегистрируйтесь на сайте для того чтобы оставить комментарий.

зарегистрироваться авторизоваться
Наши партнеры
Boehringer
Jonson&Jonson
Verteks
Valeant
Teva
Takeda
Soteks
Shtada
Servier
Sanofi
Sandoz
Pharmstandart
Pfizer
 OTC Pharm
Lilly
KRKA
Ipsen
Gerofarm
Gedeon Rihter
Farmak