Амиксин – индукция интерферонов альфа, бета, гамма и лямбда в сыворотке крови и легочной ткани

Ключевые слова
Похожие статьи в журнале РМЖ

Читайте в новом номере

Импакт фактор - 0,584*

*пятилетний ИФ по данным РИНЦ

РМЖ «Медицинское обозрение» №2 от 10.02.2015 стр. 93
Рубрика: Инфекция

Для цитирования: Григорян С.С., Исаева Е.И., Бакалов В.В., Осипова Е.А., Бевз А.Ю., Простяков И.В., Надоров С.А. Амиксин – индукция интерферонов альфа, бета, гамма и лямбда в сыворотке крови и легочной ткани // РМЖ. 2015. №2. С. 93

Введение

Амиксин (тилорон) — низкомолекулярный синтетический индуктор синтеза интерферона (ИФН), относится к классу флуоренонов. Его ИФН-индуцирующая способность при пероральном введении была впервые установлена в 1970 г. G. D. Mayer, R. F. Kruger [1]. Амиксин является наиболее изученным препаратом среди имеющихся сегодня на фармацевтическом рынке индукторов ИФН. Более чем 30-летний опыт клинического применения свидетельствует о его безопасности и эффективности при широком круге заболеваний инфекционного и неинфекционного генеза [2]. Несмотря на разнообразие генетического материала вирусов, Амиксин, так же как ИФН, подавляет фундаментальные процессы их репродукции на стадиях, обязательных для всех вирусов: блокирует адсорбцию вирусов, синтез вирус-специфических белков и сборку зрелых вирусных частиц, распознавая и дискриминируя вирусные информационные РНК от клеточных, подавляет внутриклеточное размножение вирусов. Именно поэтому к действию Амиксина чувствительны практически все РНК- или ДНК-содержащие вирусы [3, 4].

Семейство ИФН является ключевым компонентом врожденного и адаптивного иммунитета, обеспечивающего первую линию защиты организма от различных инфекционных агентов [5].

В настоящее время идентифицированы 3 типа ИФН:

1. ИФН 1-го типа, включающие прежде всего ИФН -α, -β, которые в той или иной степени продуцируются всеми ядерными клетками, оказывают прямое противовирусное действие на репликацию вирусов в инфицированных клетках, предупреждают инфицирование окружающих и, активируя каскад антивирусных сигнальных путей, включают врожденный иммунитет и способствуют развитию соответствующих адаптивных иммунных ответов [6, 7].

2. ИФН 2-го типа — ИФН-γ, который продуцируется различными субпопуляциями Т-лимфоцитов и естественных киллеров — NK, регулируя гомеостаз в лимфоузлах и очагах инфекции, вызывает стимуляцию и обеспечивает функциональную эффективность специфического адаптивного иммунитета [8].

3. Недавно открытый 3-й тип ИФН (ИФН-λ) представлен ИФН — λ1, λ2, λ3 (известными также как интерлейкин IL-29, IL-28A и IL28B), функционально тесно связан с ИФН 1-го типа, экспрессия рецепторов которых, однако, определяется на узком спектре клеток, ограничивая ответ на ИФН 3-го типа [9]. Мишенью ИФН-λ являются, прежде всего, эпителиальные клетки дыхательных путей и легких, желудочно-кишечного тракта, половых органов, кожи, гепатоциты печени, РМВС и плазмоцитарные дендритные клетки [10–13]. Антивирусное действие ИФН 3-го типа дополняет и, более того, преобладает над таковым ИФН 1-го типа во входных воротах инфекции и не вызывает характерных для ИФН 1-го типа системных побочных эффектов [14].

Все 3 типа ИФН выполняют роль первой линии защиты организма не только при вирусных, но и бактериальных и паразитарных заболеваниях [15, 16]. Важно отметить, что ИФН продуцируются не только при различной инфекционной патологии, но и под действием ряда высоко- и низкомолекулярных соединений — индукторов ИФН [3, 4].

Известно, что Амиксин стимулирует выработку в организме эндогенных ИФН, которые в ранних исследованиях тестировались биологическим методом — по противовирусному действию — и были отнесены к ИФН -α, -β (1-й тип) и -γ (2-й тип) [2, 3]. Хотя первой мишенью контакта и воздействия Амиксина является желудочно-кишечный тракт, где ведущую роль в продукции ИФН выполняют ассоциированные с тонким кишечником лимфоидные образования — GALT (gut associated lymphoid tissue) — пейеровы бляшки, иммунокомпетентные клетки кишечника обладают уникальной способностью к миграции, и потому их стимуляция вызывает активацию иммунной системы не только желудочно-кишечного, но и легочного, урогенитального трактов и системного иммунитета [17]. Амиксин вызывает длительную циркуляцию в крови терапевтических доз ИФН, которые предотвращают инфицирование незараженных клеток и создают барьерное антивирусное состояние. Максимальная продукция ИФН в крови у людей после четырехкратного еженедельного приема Амиксина достигает в среднем 64–128 ед/мл и сохраняется до 8-й нед. включительно [18].

Для оптимизации клинического применения индуктора ИФН Амиксина представлялось целесообразным в рамках доклинического исследования, в строго контролируемых лабораторных условиях, основанных на принципах доказательной медицины, идентифицировать и провести сравнительное изучение индукции препаратом Амиксин ИФН -α (1-й тип), -β (1-й тип), -γ (2-й тип) и -λ (3-й тип) в сыворотке крови и легочной ткани экспериментальных животных с использованием современных методов определения типовой принадлежности индуцируемых ИФН. Также определить последовательность их продукции, продолжительность аккумуляции и установить зависимость динамики индукции — продукции ИФН 1-го, 2-го и 3-го типов в сыворотке и легочной ткани от дозы вводимого препарата. Подобные исследования препарата Амиксин ранее не проводились.

Цель настоящего исследования — идентифицировать на молекулярном уровне экспериментальные данные по индукции ИФН -α и -β (1-й тип), -γ (2-й тип) и -λ (3-й тип) в сыворотке крови и легочной ткани мышей препаратом Амиксин® (таблетки, покрытые пленочной оболочкой, 125 мг (ОАО «Фармстандарт-Томскхимфарм», Россия)) при его однократном пероральном (внутрижелудочном) введении в 3-х дозах: 20, 40, 400 мг/кг, рассчитанных эквивалентно разовой, максимальной суточной и 10-кратной суточной дозам для человека [19] и оценить динамику продукции ИФН -α, -β, -γ и -λ2/3 в сыворотке и легочной ткани мышей под действием препарата Амиксин в 3-х различных дозах в течение 120 ч, в 9 сроках исследований (0 ч, 4 ч, 8 ч, 12 ч, 24 ч, 48 ч, 72 ч, 96 ч, 120 ч).

Материалы и методы

Дизайн исследований

Исследования проводились в 2 этапа. Первый этап — в Институте органического синтеза Латвии (г. Рига), включал исследование динамики индукции и продукции ИФН -α, -β, -γ и -λ препаратом Амиксин в дозах 40 и 400 мг/кг в сыворотке крови мышей в течение 120 ч.

Второй этап — в лаборатории индукторов интерферона ФГБУ «ФНИЦЭМ им. Н. Ф. Гамалеи» Минздрава России (г. Москва), включал исследование динамики индукции и продукции ИФН -α и -λ препаратом Амиксин в дозах 20, 40 и 400 мг/кг в легочной ткани мышей в течение 120 ч.

Животные

На первом этапе использовались самки 55 мышей линии СВА/СаОlaHsd весом 19–30 г, полученные из вивария Harlan Laboratories, Нидерланды.

На втором этапе — самки 85 мышей линии СВА/CaOlaHsd весом 18–20 г, полученные из питомника «Андреевка» (ФГБУ «НЦБМТ» РАМН).

Содержание животных

Содержание, питание и уход за животными в ходе эксперимента осуществлялись в соответствии с требованиями «Правил проведения работ с использованием экспериментальных животных», Приказ Минздравсоцразвития РФ от 23 августа 2010 г. № 708н. Этические принципы обращения с лабораторными животными соблюдались в соответствии с European Convention for the Protection of Vertebral Animals Used for Experimental and Other Scientific Purposes. CETS No.123. Перед исследованием животные подвергались 5-дневному карантину.

Исследуемый препарат

Амиксин® (тилорон) — лекарственная форма: таблетки, покрытые пленочной оболочкой, 125 мг, ОАО «Фармстандарт-Томскхимфарм» (634009, Россия, г. Томск).

Процедура введения препарата

Исследуемый препарат растворяли в стерильной дистиллированной воде в концентрациях, соответствующих вводимым дозам: 20, 40, 400 мг/кг. Экспериментальные животные распределялись на 2 или 3 группы, соответственно этапу исследований и дозам вводимого препарата. Подбор животных в группы осуществлялся методом случайной выборки. Каждая доза препарата Амиксин вводилась мышам однократно перорально (внутрижелудочно) в объеме 50 мкл специальными дозированными зондами размерами, соответствующими физиологической длине пищевода экспериментальных мышей. На каждый срок исследования использовались по 3 мыши.

Получение образцов сыворотки и суспензии легочной ткани мышей

Мышей выдерживали под легким эфирным наркозом до исчезновения ноцицептивных рефлексов. Забор крови проводили методом декапитации в стерильных условиях. Образцы крови, полученные в каждый срок исследования, состояли из пула (смеси) крови от 3 мышей в объеме 3 мл (по 1 мл от каждой особи), из которого после центрифугирования в режиме 5000 об/мин 15 мин отбирали надосадочную сыворотку в объеме 1,0 мл в стерильные пробирки типа Эппендорф. Сыворотки крови мышей, соответствующие каждому сроку забора, разделяли на аликвоты по 0,3 мл в 3 стерильные пробирки Эппендорф, каждую из которых хранили при t -70°C до проведения соответствующего иммуноферментного анализа (ИФА). Для получения суспензии легочной ткани обескровленных мышей фиксировали на специальных парафиновых подложках, в асептических условиях вскрывалась грудная клетка, изолировались и извлекались легкие (правое и левое), которые последовательно трехкратно промывали в буфере Hepes и питательной среде № 199, взвешивали и размельчали сначала в ступке, а затем в специальном гомогенизаторе. Все процедуры проводились в кратчайшие сроки и на холоде. Разрушение клеток ткани легкого достигалось трехкратным замораживанием и оттаиванием. Готовилась 10% суспензия гомогената в питательной среде № 199. Супернатанты суспензии гомогената легочной ткани после низкоскоростного центрифугирования (при 1600 g в течение 30 мин) отбирали и замораживали при -70°С до последующего исследования методом ИФА.

Определение ИФН альфа, бета, гамма и лямбда в сыворотке и легочной ткани мышей

Содержание ИФН -α, -β, -γ и -λ2/3 в пробах сывороток и супернатантов 10% суспензии гомогенатов легочной ткани мышей определялось в 9 временных сроках (0 ч, 4 ч, 8 ч, 12 ч, 24 ч, 48 ч, 72 ч, 96 ч, 120 ч — 3 мыши в каждый срок) после однократного перорального (внутрижелудочного) введения Амиксина в дозах 20, 40, 400 мг/кг.

Количественное содержание ИФН -α, -β, -γ и -λ2/3 (IL-28A/B) в сыворотке крови и надосадочной жидкости 10% суспензии легочной ткани c последующим пересчетом на 1 мл и 1 мг легочной ткани, соответственно, определялось методом ИФА с использованием следующих коммерческих тест-систем согласно инструкции производителя:

  • Mouse Interferon Alpha ELISA Kit; R & D Systems; США.
  • Mouse IFN-β ELISA Kit; PBL Interferon Source; США.
  • Mouse IFN-γ ELISA Kit; R&D Systems Europe LTD; Великобритания.
  • DuoSet® ELISA; Mouse IL-28A/B (IFN-λ2/3) Kit; R&D Systems; CША.

Расчет оптической плотности исследуемых проб проводили на спектрофотометре — ридере Anthos Labtec c использованием вошера и шейкера (Instruments GmbH, Austria) с последующей обработкой и преобразованием данных оптической плотности в пикограммы в мл и мг (пкг/мл и пкг/ мг) по компьютерной программе Software ADAP. Все исследования проводили в 2-х повторах.

Статистическая обработка

Результаты подвергались статистической обработке путем расчета среднего арифметического значения (M) и стандартной ошибки к нему (±σ). Оценка статистической значимости различий при межгрупповых сравнениях производилась по двустороннему t-критерию Стьюдента для независимых групп. Для статистических расчетов использовалась компьютерная программа Microsoft Excel 2009.

Результаты исследований

Индукция интерферонов альфа, бета, гамма и лямбда в сыворотке крови мышей препаратом Амиксин

Однократное пероральное введение Амиксина в дозах 40 и 400 мг/кг вызывало дозозависимую индукцию и продукцию ИФН -α и -λ2/3 в сыворотке крови мышей, максимальное содержание которых через 24 ч после введения препарата в дозе 40 мг/кг составляло 176±1,0 и 398±12,0 пкг/мл, а в дозе 400 мг/кг — 1337±93 и 2231±93 пкг/мл соответственно. Уровень продукции ИФН-λ2/3 в сыворотке крови мышей под действием Амиксина в дозе 40 и 400 мг/кг в этот срок значительно (в 7,5 и 5,6 раза соответственно) превышал таковой ИФН-α (рис. 1).

Сопоставимая динамика определялась в индукции под действием Амиксина и накоплении в крови ИФН -β и -γ, максимальный уровень которых достигался также через 24 ч после однократного введения препарата. Однако количественное содержание ИФН -β и -γ в сыворотке крови экспериментальных животных на пике продукции тестировалось на более низком уровне, чем таковое ИФН-α и -λ2/3. При дозе Амиксина 40 мг/кг максимальный уровень синтеза ИФН-β, как и ИФН-γ, в крови определялся на уровне фоновых терапевтических значений (8,1±4,3 и 4,4±1,2 пкг/мл соответственно). При дозе 400 мг/кг максимальные количества ИФН-β и -γ через 24 ч после введения препарата увеличивались в среднем в 10 раз относительно дозы 40 мг/кг, а относительно контроля — в 110 и 46 раз соответственно (рис. 2).

Амиксин – индукция интерферонов альфа, бета, гамма и лямбда в сыворотке крови и легочной ткани

По совокупности результатов, представленных на рисунках 1 и 2, однократное пероральное введение Амиксина в дозах 40 и 400 мг/кг вызывало индукцию в сыворотке крови экспериментальных животных всех типов: -α, -β, -γ, -λ, но количественное содержание ИФН -λ и -α превосходило таковое ИФН-β и -γ в среднем в 10 раз.

Индукция интерферона альфа и лямбда в легочной ткани мышей препаратом Амиксин

По результатам первого этапа исследований были установлены индукция Амиксином всех 3-х типов ИФН в сыворотке крови мышей и преобладание в ней продукции ИФН-α и -λ2/3, на втором этапе исследований — более детально изучена динамика локальной продукции ИФН-α и -λ2/3 в легочной ткани мышей при введении препарата в 3-х дозах: 20, 40 и 400 мг/кг.

Инициация индукции ИФН-α в легочной ткани мышей выражалась в двухкратном повышении через 24 ч после введения Амиксина в дозе 400 мг/кг среднестатистических значений его выработки относительно нулевой точки, а максимальные количества (1125 пкг/мг) синтезировались и аккумулировались только через 48 ч после индукции той же дозой препарата (рис. 3).

Амиксин – индукция интерферонов альфа, бета, гамма и лямбда в сыворотке крови и легочной ткани

Низкая доза препарата также вызывала двухкратное повышение содержания ИФН-α по сравнению с контролем через 96 ч после его введения. Увеличение дозы вводимого препарата до 40 мг/кг сопровождалось сокращением срока индукции максимальных количеств ИФН-α в легочной ткани мышей к 48 ч (595,0 пкг/мг), причем в течение последующих 24 ч синтез ИФН-α сохранялся на уровне 335,0 пкг/мг.

В целом, под действием различных доз Амиксина в легочной ткани мышей определялась дозозависимая, но более поздняя, относительно таковой в сыворотке крови, продукция ИФН-α (рис. 3).

Амиксин в возрастающих от 20 до 400 мг/кг дозах вызывал также индукцию продукции в легочной ткани мышей ИФН-λ, среднестатистические значения количественного содержания которого на пике продукции составляли от 675,0 до 1547,5 пкг/мг соответственно.

Из данных, представленных на рисунке 4, следует, что через 48 ч после введения Амиксина в низкой дозе — 20 мг/кг — в легочной ткани мышей определялось шестикратное повышение содержания ИФН-λ2/3 относительно контроля в нулевой точке. Увеличение дозы препарата до 40 мг/кг повышало содержание в легочной ткани мышей ИФН-λ2/3 до 1405,0 пкг/мг и сокращало срок индукции его максимальной продукции на 24 ч относительно низкой дозы. Иными словами, двухкратное увеличение дозы однократно вводимого Амиксина приводило к пропорциональному двухкратному повышению количества синтезированного ИФН-λ2/3 и обратно пропорциональному двухкратному сокращению срока достижения пика его продукции. Максимальная доза препарата — 400 мг/кг — смещала пик индукции ИФН-λ2/3 в легочной ткани мышей к 12 ч, а уровень его продукции достигал 1547,5 пкг/мг. При использовании Амиксина в дозах 20 и 40 мг/кг продолжительность синтеза ИФН-λ2/3 относительно нулевой точки и его аккумуляции в легочной ткани экспериментальных животных составляла 96 и 72 ч соответственно. Максимальная доза препарата — 400 мг/мг — вызывала более быстрый (12 ч) и значительный подъем продукции ИФН-λ2/3 (1547,5 пкг/мг), который сохранялся на достаточном уровне (347,5 пкг/мг) относительно контроля до 24 ч включительно.

Таким образом, динамика продукции ИФН-λ2/3 в легочной ткани мышей показала, что увеличение однократной пероральной дозы препарата Амиксин сокращает срок достижения пика продукции ИФН-λ2/3. В дозах 20, 40 и 400 мг/кг максимальный синтез ИФН-λ2/3 в легочной ткани тестируется соответственно через 48, 24 и 12 ч после введения препарата. Причем двухкратное повышение дозы Амиксина с 20 до 40 мг/кг вызывает более чем двухкратное увеличение количества синтезированного в легочной ткани ИФН-λ2/3 на пике его максимальной продукции — с 675,0±5,94 до 1405,0±9,86 пкг/мг соответственно. При последующем 10-кратном повышении дозы препарата с 40 до 400 мг/кг срок достижения максимальной продукции сокращается до 12 ч, но уровень его продукции практически сохраняется на уровне, достигнутом введением в дозе 40 мг/кг через 24 ч — 1547,5±3,70 и 1405,0±9,86 пкг/мг соответственно (рис. 4).

Амиксин – индукция интерферонов альфа, бета, гамма и лямбда в сыворотке крови и легочной ткани

Сравнительная характеристика динамики продукции интерферонов альфа и лямбда в сыворотке и легочной ткани мышей препаратом Амиксин

Сравнительный анализ результатов индукции ИФН-α в сыворотке крови и легочной ткани мышей препаратом Амиксин в дозе 400 мг/кг показал значительное количественное преобладание его продукции (в 2,8 раза) в легочной ткани относительно таковой в сыворотке крови экспериментальных животных. Однако пик продукции ИФН-α в сыворотке крови определялся через 24 ч после однократного введения препарата, максимальная продукция ИФН-α в легочной ткани мышей тестировалась только через 48 ч. Иными словами, продукция ИФН-α под действием Амиксина определялась последовательно сначала в сыворотке крови (через 24 ч после введения), а затем в легочной ткани (через 48 ч после введения), но в значительно большем количестве (рис. 5).

Максимальный уровень продукции ИФН-λ2/3 в легочной ткани мышей под действием Амиксина в дозе 400 мг/кг достигался через 12 ч после введения препарата и составлял 1547,5±3,70 пкг/мг, а пик его продукции в сыворотке крови тестировался через 24 ч после введения препарата и составлял 2231±93 пкг/мл, что превышало содержание ИФН-λ2/3 в легочной ткани на пике его продукции в 1,4 раза. Иными словами, продукция ИФН-λ2/3 в легочной ткани опережала по сроку достижения максимального синтеза таковую в сыворотке крови мышей, но определялась на более низком уровне (рис. 6).

Амиксин – индукция интерферонов альфа, бета, гамма и лямбда в сыворотке крови и легочной ткани

Таким образом, индукция и продукция ИФН-α в сыворотке крови опережает во времени таковую в легочной ткани на 24 ч, но на пике продукции значительно уступает по количественному содержанию (в 2,8 раза). А индукция и продукция ИФН-λ2/3 в легочной ткани опережает по времени таковую в сыворотке крови мышей на 12 ч, но на пике продукции количественно тестируется на более низком уровне, чем в сыворотке крови мышей (в 1,4 раза) (рис. 6).

Сравнительный анализ результатов индукции ИФН-α и -λ2/3 в сыворотке крови мышей под действием однократной дозы Амиксина 400 мг/кг показал, что срок достижения их максимальной продукции совпадает и определяется через 24 ч после введения препарата. Однако количественное содержание в крови ИФН-λ2/3 на пике его продукции в 5,6 раза превышает таковое ИФН-α (2231±93 и 398±12 пкг/мл соответственно) (рис. 7).

В легочной ткани мышей максимальный синтез ИФН-λ2/3 под действием Амиксина в той же дозе опережает по времени синтез ИФН-α на 36 ч и превосходит его количественно в 1,4 раза (1547±3,0 и 1125,0±14,43 пкг/мг соответственно) (рис. 8).

Амиксин – индукция интерферонов альфа, бета, гамма и лямбда в сыворотке крови и легочной ткани

Обсуждение результатов исследований

По суммарным результатам проведенных исследований и их сравнительного анализа, препарат Амиксин в дозе 40 мг/кг (эквивалентной суточной дозе для человека) вызывает пролонгированную системную индукцию и продукцию ИФН-α, -β, -γ и -λ в сыворотке крови, максимальный уровень которых определяется уже через 24 ч после его введения, а фоновые значения сохраняются до 120 ч (5 сут) включительно. Одновременно Амиксин в дозе 40 мг/кг индуцирует пролонгированную локальную продукцию ИФН -λ и -α в легочной ткани экспериментальных животных, максимальный уровень которых тестируется соответственно через 24 и 48 ч после введения препарата и также сохраняется в терапевтических значениях до 96 и 120 ч включительно.

Динамика аккумуляции ИФН -α, -β, -γ и -λ в крови при использовании препарата Амиксин в дозе 400 мг/кг (эквивалентной курсовой для людей) повторяет таковую в дозе 40 мг/кг, но количественные показатели ИФН-α и -λ, синтезированных на пике продукции, увеличиваются в среднем в 2 раза, а ИФН-β и -γ — в 10 раз и сохраняются на уровне терапевтических значений в течение 120 ч. Максимальная локальная продукция ИФН-α в легочной ткани мышей под действием Амиксина в дозе 400 мг/кг определяется через 48 ч, а синтез максимальных количеств ИФН-λ2/3 увеличивается и ускоряется на 36 ч, опережая максимальную продукцию ИФН-α в легочной ткани при дозе препарата 400 мг/кг. В последующие сроки исследования — до 120 ч включительно, в легочной ткани экспериментальных животных определяется локальная продукция терапевтических количеств как ИФН-α, так и ИФН-λ.

Таким образом, однократный прием препарата Амиксин в дозе, эквивалентной суточной дозе для человека, в течение первых 24 ч включает синтез ИФН 1-го, 2-го и 3-го типов в крови и легочной ткани мышей. Повторные приемы Амиксина в указанной дозе (суммарно соответствующей курсовой дозе для человека) с интервалом 48 ч позволяют избежать характерного для индукторов ИФН феномена гипореактивности и обеспечивают постоянную максимальную выработку всех типов ИФН в крови и дополнительно — локальную в легочной ткани. Следует отметить также, что хотя по результатам исследований максимальная продукция ИФН-α и -λ2/3 в сыворотке крови мышей под действием Aмиксина в дозах 40 и 400 мг/кг тестируется одновременно — через 24 ч, количественные показатели продукции ИФН-λ2/3 превышают таковые ИФН-α в 7,6 и 5,6 раза соответственно. В легочной ткани мышей также всегда тестируется большее содержание ИФН-λ2/3, сроки достижения которого опережают таковое ИФН-α на 24 и 36 ч соответственно. Такая последовательность системной и локальной продукции ИФН-α и -λ в сыворотке крови и легочной ткани указывает на взаимно индуцирующий характер их взаимодействия, когда предварительно синтезированный в большем количестве ИФН-λ2/3 способствует и/или стимулирует индукцию и продукцию ИФН-α, и наоборот. Известно, что ИФН-α и -λ имеют общий механизм регуляции продукции и обладают взаимно индуцирующим действием [20–22].

Многочисленными исследованиями последних лет установлено также, что различные штаммы вируса гриппа, А, в т. ч. высокопатогенный штамм H1N1 (2009 г.), обладают повышенной чувствительностью к ИФН-α и -λ [11, 15, 23, 29], преобладающая продукция которых определяется и в проведенных нами исследованиях. Индуцированные препаратом Амиксин плюрипотентные молекулы ИФН 1-го, 2-го и 3-го типов могут оказывать как системное действие на организм в целом, так и, что особенно важно, адресное противовирусное действие на орган-мишень не только при гриппе, но и при других ОРВИ и выполняют ключевую роль в повышении барьерной защитной функции легочной ткани [12, 24–28, 30]. По последним научным публикациям, при инфицировании вирусом гриппа, А вирус-индуцированный ИФН-λ в легочной ткани мышей также преобладает над продукцией ИФН-α [11, 12, 23], что указывает на его доминантную, защитную роль в очагах поражения гриппозной инфекцией. Корреляция результатов действия различных доз препарата Амиксин в условиях отсутствия инфицирования с аналогичными данными под действием вируса гриппа, А связана, вероятно, со сходством механизмов продукции ИФН-α и -λ, индуцированных вирусом и препаратом Амиксин, что в свою очередь является научным обоснованием профилактического и лечебного эффектов препарата, направленных на повышение противовирусной защиты входных ворот, органов-мишеней и организма в целом как при гриппозной, так и других острых респираторных вирусных инфекциях. Не исключено также, что подобный механизм преобладания индукции Амиксином локальной продукции ИФН-α и -λ, и особенно ИФН-λ, в воротах инфекции и органах-мишенях, может быть актуален при вирусных инфекциях кишечного и урогенитального трактов. Ведущая защитная роль локальной продукции ИФН-λ описана, в частности, при ротавирусной и генитальной герпетической инфекциях [10, 11, 14], тем более что ранее, в исследованиях кинетики синтеза под действием Амиксина ИФН в органах и тканях, также установлена опережающая во времени и количественно его продукция в последовательности: кишечник — печень — легкие — кровь [3, 17].

Заключение

В настоящей работе, впервые в строго контролируемых лабораторных условиях, соответствующих принципам доказательной медицины, идентифицированы все известные 3 типа ИФН, которые индуцируются препаратом Амиксин в крови и легочной ткани, подробно изучена динамика, последовательность и профиль их системной и локальной продукции. Согласно результатам проведенных исследований, препарат Амиксин является быстродействующим в первые 24 ч противовирусным средством эндогенной пролонгированной стимуляции выработки ИФН 1-го, 2-го и 3-го типов в крови и ИФН 1-го и 3-го типов в легочной ткани, которые в совокупности активируют собственные защитные силы легких и организма в целом, что свидетельствует о возможности профилактического применения препарата для предотвращения повторных ОРВИ. Преобладание аккумуляции ИФН-α и -λ в крови и, что особенно важно, ИФН-λ в легких, указывающее на его доминирующую роль в защите легочной ткани — ворот респираторной инфекции различного генеза, свидетельствует, что препарат Амиксин может и должен быть использован с лечебной целью как на ранних, так и на поздних стадиях развития ОРВИ для противовирусной защиты первой линии воздействия возбудителя на орган-мишень при ОРВИ. Многократное профилактическое или лечебное применение препарата Амиксин с минимальным интервалом 48 ч позволит ускорить и увеличить продукцию ИФН и избежать развития феномена гипореактивности.

Таким образом, на сегодняшний день препарат Амиксин является единственным среди зарегистрированных в РФ индукторов ИФН, для которого достоверно доказано действие на выработку всех 3-х типов ИФН в крови и 1-го и 3-го типов — в легочной ткани.

Индукция препаратом Амиксин эндогенных ИФН 1-го, 2-го и 3-го типов в крови и легочной ткани активирует врожденный и адаптивный иммунные ответы, сохраняет иммунный гомеостаз собственного организма и предотвращает и/или прерывает синтез вирусных нуклеиновых кислот и вирус-специфических белков, не вызывая характерных для экзогенных препаратов ИФН побочных эффектов.

Литература
  1. Mayer G.D., Kruger R.F. Tilorone hydrochloride: mode de action // Science. 1970 Vol. 169. P. 1214–1215.
  2. Чижов Н.П., Смольская Т.Т., Байченко П.И. и др. Клинические исследования переносимости и интерферон-индуцирующей активности амиксина // Вопросы вирусологии. 1990. № 5. С. 411–414.
  3. Тазулахова Э.Б. Закономерности индукции и продукции α-, β-, γ- интерферона: автореф. дисс. д.б.н. М., 1986. 
  4. Интерферон – 2011: Сборник научных статей. М., 2012.
  5. Shapira S.D., Hacohen N. Systems biology approaches to dissect mammalian innate immunity // Curr. Opin. Immunol. 2011. Vol. 23. P. 2373–2377.
  6. Hertzog P.J. Type 1 interferons as primers, activators and inhibitors of innate and adaptive immune responses // Immunol. Cell Biol. 2012. Vol. 90. P. 471–473.
  7. Hervas-Stubs S., Perez-Garcia J.L. et al. Direct effects of type 1 interferons on cеlls of immune system // Clin. Cancer Res. 2011. Vol. 17. P. 2619–2627.
  8. Choubey D., Moudgi K.D. Interferons in autoimmune and inflammatory diseases: regulation and roles // J. Interferon &Cytokine Research. 2011. Vol. 12. P. 857–865.
  9. Hillyer Ph., Mane V.P. et al. Expression profiles of human interferon-alpha and interferon-lambda subtypes are ligand- and cell-dependent // Immunol. Cell Biol. 2012. Vol. 90. P. 774–783.
  10. Mordstein M., Neugebauer E. et al. Lambda Interferon reders epithelial cells of respiratory and gastrointestinal tracts resistant to viral infections // J. Virol. 2010. Vol. 11. P. 5670–5677.
  11. Durbin R.K., Kotenko S.V., Durbin J.E. Interferon induction and function at the mucosal surface // Immunol. Rev. 2013. Vol. 255. P. 25–39.
  12. Jewell N.A., Cline T. et al. Lambda Interferon is the predominant interferon induced by Influenza A virus infection in vivo // J. Virol. 2010. P.11515–11522.
  13. Donnelly R.P., Kotenko S.V. Interferon-Lambda: A new addition to an old Family // J. Interferon & Cytokine Research. 2010. Vol. 8. P. 555–564.
  14. Kotenko S.V. IFN –λs // Curr. Opin Immunol. 2011. Vol. 23. P. 1–8.
  15. Levy D.E., Marie I.J., Induction of type 1 and 3 interferon in response to viral infection // Curr. Opin. Virol. 2011. Vol. 1. P. 476–486.
  16. Wang B.X., Fish E.N. The yen and yang of viruses and interferons // Trend Immunol. 2012. Vol. 33. P.190–197.
  17. Григорян С.С., Ершов Ф.И., Поверенный А.М. и др. Особенности продукции интерферона при энтеральном введении индукторов интерферона // Вопросы вирусологии. 1988. №1. C. 67–70.
  18. Григорян С.С., Иванова А.М., Ершов Ф.И. Противовирусная активность амиксина и его влияние на интерфероновый статус // Вопросы вирусологии. 1990. № 2. C. 138–140.
  19. Миронов А.Н., Бунатян Н.Д. и др. Руководство по проведению доклинических исследований лекарственных средств. М., 2012.
  20. Iversen M.B., Paludan S.R. Mechanisms of type 3 interferon expression // J. Interferon & Cytokine Research. 2010. Vol. 8. P. 573–578.
  21. Onoguchi K., Yoneyama M. et al. Viral infection activate type 1 and 3 interferon gene through a common mechanism // J. Biol.Chem. 2007. Vol. 282. P. 7576–7581.
  22. Ank N., West H. et al. λ-Interferon ( IFN-λ ), a type 3 IFN, is induced by viruses and IFNs and displays potent antiviral activity against select virus infections in vivo // J. Virol. 2006. Vol. 80. P. 4501–4509.
  23. Hermant P., Michiels Th. Interferon-λ in the context of viral infections; production, response and therapeutic implication // J. Innate Immune. 2014. Vol. 6. P. 563–574.
  24. Okabayashi T., Kojima T., Masaki T. et al. Type 3 interferon, not type 1, is predominant interferon induced by respiratory viruses in nasal epithelial cells // Virus Res. 2011. Vol. 1–2. P. 360–366.
  25. Mordsstein M., Neugebauer E., Ditt V. et al. Lambda interferon renders epithelial cells of respiratory and gastrointestinal tracts resistant to viral infections // J. Virol. 2010. Vol. 84 (11). P. 5670–5677.
  26. Svetlikova D., Kabat P. et al. Influenza A virus replication is inhibited in IFN-λ2 and IFN-λ3 transfected or stimulated cells // Antiviral. Res. 2010. P. 329–333.
  27. Khaitov M.R., Laza-Stanca V., Edwards M.R. et al. Respiratory virus induction of alpha-beta- and lambda interferons in bronchial epithelial cells and peripheral blood mononuclear cells // Allergy. 2009. Vol. 63(3). P. 375–386.
  28. Wang J., Oberley-Deegan R., Wang Sh. et al. Differentiated human alveolar type 2 cells secrete antiviral IL-29 (IFN-λ1) in response to influenza A infection // J. Immunol. 2012. Vol. 182. P. 1296–1304.
  29. Osterlund P., Pirhonen J., Ikonen N. et al. Pandemic H1N1 Influenza A virus highly sensitive to the antiviral action of interferons // J. Virol. 2010. P. 1414–1422.
  30. Ank N., Iversen M. et al. An important role for type 3 interferon in TLR-induced antiviral activity // J. Immunol. 2008. Vol. 180. P. 2474–2485.

Только для зарегистрированных пользователей

зарегистрироваться

Оцените статью


Поделитесь статьей в социальных сетях

Порекомендуйте статью вашим коллегам

Предыдущая статья
Следующая статья

Авторизируйтесь или зарегистрируйтесь на сайте для того чтобы оставить комментарий.

зарегистрироваться авторизоваться
Наши партнеры
Boehringer
Jonson&Jonson
Verteks
Valeant
Teva
Takeda
Soteks
Shtada
Servier
Sanofi
Sandoz
Pharmstandart
Pfizer
 OTC Pharm
Lilly
KRKA
Ipsen
Gerofarm
Gedeon Rihter
Farmak