Экспериментальная хирургия паренхиматозных органов (обзор литературы)

Ключевые слова

Читайте в новом номере

Импакт фактор - 0,584*

*пятилетний ИФ по данным РИНЦ

Регулярные выпуски «РМЖ» №36 от 24.12.2012 стр. 1743
Рубрика: Хирургия

Для цитирования: Семичев Е.В., Бородин О.Ю., Бушланов П.С. Экспериментальная хирургия паренхиматозных органов (обзор литературы) // РМЖ. 2012. №36. С. 1743

Прогресс хирургии на протяжении всей истории ее развития тесно связан с экспериментальной хирургией, разработкой новых оперативных вмешательств и приемов на животных, изучением в эксперименте патофизиологической сущности операции [6]. Что же представляет собой экспериментальная хирургия? На основании анализа литературных данных можно предложить следующее определение: экспериментальная хирургия – область хирургии, которая занимается разработкой и внедрением в хирургическую практику новых методик и способов лечения, а также совершенствованием уже имеющихся и неразрывно связанная с экспериментальным моделированием различных патологических состояний как у живых организмов, так и in vitro (работа с трупным материалом).

Анестезиология в экспериментальной хирургии
В последние десятилетия данный раздел достиг совершенства благодаря применению ветеринарных препаратов последнего поколения. Различают два основных вида обезболивания: общее (наркоз) и местное (анестезия). Для проведения оперативных вмешательств на паренхиматозных органах используют исключительно общее обезболивание. Его достигают с помощью наркотических средств, которые животным можно вводить внутривенно, посредством ингаляции, в брюшную полость, подкожно или внутримышечно [12].
Необходимо знать несколько простых, но важных признаков, помогающих определить глубину наркоза. Если сохраняется мигательный рефлекс на прикосновение к роговице глаза, то передозировки анестетика нет. Напряжение мышечной передней брюшной стенки живота и частое форсированное дыхание свидетельствуют о поверхностной анестезии. Поверхностное и слабое дыхание означает передозировку наркозного вещества. Рвотные движения – показатель недостаточности обезболивания. Появление темной крови в операционной ране – признак передозировки наркозных средств. При сомнении в отношении глубины наркоза разумнее всего временно прекратить подачу препарата [1].
Ингаляционный метод позволяет держать животное в любой степени наркоза; в случае неблагоприятного влияния наркозного средства легко прекратить поступление его в организм. Глубина наркоза зависит от концентрации наркозного средства в артериальной крови, которая находится в соответствии с концентрацией его во вдыхаемом воздухе. Больше всего наркозных средств скапливается в центральной нервной системе, отсюда их наркотическое действие, однако создается опасность паралича дыхательного и сосудодвигательного центров. Летучие наркозные средства имеют неприятный запах, а ингаляция парами вызывает сильное беспокойство животных [7]. В настоящее время используются следующие лекарственные средства.
Эфир для наркоза (Aether pro narcosi) обладает большой широтой терапевтического действия, относительно безопасен и позволяет достичь необходимых стадий наркотического сна без осложнений. Наркоз проводят с использованием простейших приспособлений типа маски Эсмарха. Препарат имеет и ряд недостатков: раздражающее действие на слизистые оболочки, длительный период возбуждения и посленаркозного пробуждения, взрывоопасность, отрицательное влияние на операционную бригаду [10]. В настоящее время эфир в экспериментальной хирургии почти не используется.
Закись азота (Nitrogenium oxidatum) обладает слабыми наркозными и выраженными анальгетическими свойствами. Используется в качестве вспомогательного анестетика или для проведения анестезий при небольших хирургических вмешательствах (вправление вывихов и т.д.). Вводится в дыхательные пути при помощи ингаляционной маски [10]. В литературе его использование почти не описывается.
Фторотан (Phtorothanum) – мощное наркозное вещество: в 4–5 раз сильнее эфира, в 50 раз – закиси азота, но практически не обладает анальгетическими свойствами. Наркоз фторотаном проводят по той же методике, что и эфирный. Введение в наркоз происходит значительно легче, стадия возбуждения не выражена. Пробуждение от наркоза происходит быстро, без возбуждения. Фторотан имеет и ряд отрицательных свойств – депрессивное воздействие на миокард и дыхание, может вызвать аритмию и печеночную недостаточность при длительном применении [10].
Внутривенное введение наркозных веществ – самый быстрый способ достижения стадии глубокого наркоза, но сопряженный с техническими трудностями, особенно у крыс. Попадать грызунам в вену довольно сложно и приходится пользоваться иглами размером 24–27G. Пунктируют обычно подкожную вену внутренней поверхности бедра. Также доступна вена на краниальной поверхности предплечья. Определенные сложности возникают иногда с фиксацией животного во время внутривенной инъекции, крысы могут причинить своими зубами существенный вред. Поэтому нелишне бывает завернуть переднюю часть туловища и голову крысы в плотную материю перед инъекцией [4]. При внутривенном введении препаратов у кроликов используют катетеризацию вен на тыльной поверхности уха. Вены здесь довольно крупные, поэтому возможно применение катетеров большего диаметра – размера 24G. В большинстве случаев вены данной области крупные, поэтому пунктируют через кожу, но иногда это сделать не удается и приходится прибегать к венесекции. Приведем несколько примеров наркозных препаратов, которые встретились нам в нашей практике.
Кетамин (ketamine, calypsol) – анестетик, обладающий мощным анестезирующим и анальгезирующим эффектами. Предназначен для внутривенного и внутримышечного введения. Может использоваться для мононаркоза и в комбинации с другими анестетиками. Для проведения мононаркоза кетамином необходимо предварительно вводить атропин и диазепам, в этом случае он применяется при небольших оперативных вмешательствах, не требующих релаксации. При комбинированном применении анестетика возможно проведение полостных операций [10].
Золетил (Zoletil 50 или 100) – это современный комбинированный препарат нового поколения для общей анестезии животных. Он относится к последнему поколению диссоциативных анестетиков. Золетил разрешен к применению на территории России, не внесен в список сильнодействующих и психотропных препаратов ввиду отсутствия психотропного эффекта, что позволяет применять его в экспериментальной хирургии абсолютно легально. У препарата Золетил по сравнению с кетамином выше уровень анальгезии и значительно больше терапевтическая широта (у кетамина LD – 50 мг/кг, у Золетила LD – 220 мг/кг). Также по сравнению с кетамином при применении препарата Золетил у животного отсутствует гиперсаливация и нет эпилептиподобного эффекта, кроме того, золетил не снижает температуру тела. Препарат не вызывает кардиореспираторной депрессии и не оказывает токсического влияния на печень и почки, сохраняя при этом ларингеальный, фарингеальный и пальпебральный (моргательный) рефлексы, может использоваться у беременных и новорожденных животных. Золетил позволяет добиться хорошей релаксации, поэтому с успехом применяется как мононаркоз [14]. По нашему мнению, золетил является одним из наиболее оптимальных препаратов для общей анестезии.
КсилаВет (XylaVET), 50 мл. Препарат используется в качестве седативного, анальгезирующего, анестезирующего и миорелаксирующего средства. Состав: ксилазина гидрохлорид 20 мг/мл. Ксилавет предназначен для применения у лошадей, крупного и мелкого рогатого скота, собак и кошек с целью успокоения, обезболивания и миорелаксации при проведении различных врачебных манипуляций. При болезненных манипуляциях и обработках возможно сочетанное применение ксилавета инъекционного с другими лекарственными средствами, при этом используется внутривенный путь ведения [15].
Введение наркозных средств в брюшную полость. При таком введении очень сложно контролировать глубину и продолжительность наркоза. Вводить препарат необходимо в больших дозах (20–40 мг/кг), при этом значительно различается время наступления анестезии (от 10 до 40 мин. после инъекции). Угнетение дыхания, возникающее после внутрибрюшинной инъекции, с трудом поддается контролю [4]. Внутриперитонеально применяются пропофол, фенобарбитал, аллобарбитал, дроперидол, фентанил и др.
Подкожное или внутримышечное введение наркотических средств является наиболее простым способом. У крупных животных и животных среднего размера при этом не развивается достаточная глубина седации для проведения длительных оперативных вмешательств. В последнем случае после осуществления внутримышечной инъекции обязателен переход на внутривенное введение. У мелких животных (крысы, мыши, хомяки) для длительных оперативных вмешательств достаточно внутримышечного введения. Для внутримышечного введения применяются все те же препараты, что и для внутривенного введения, только в больших дозировках.
Cхема наркотизации экспериментальных
животных, которая применялась нами
при проведении оперативных
вмешательств на паренхиматозных органах
Из разнообразных сочетаний препаратов мы выбрали комбинацию золетила и ксилавета. Эти препараты комбинируют в связи с тем, что золетил обладает выраженным анальгетическим эффектом при применении субнаркотических доз. Ксилавет необходим как миорелаксант, чтобы достичь необходимой глубины наркоза. Комбинация ксилавет – золетил является синергичной, что позволяет значительно экономить препараты. Необходимо учитывать, что ксилавет сам по себе обладает рядом побочных действий, таких как рвота, снижение АД, угнетение ССД, нередко возникающее апноэ, однако золетил позволяет в значительной мере нивелировать побочное действие ксилавета [14]. При комбинированном наркозе с использованием золетила и ксилавета рекомендуем следующие дозировки:
1. При проведении оперативных вмешательств на крысах – однократное внутримышечное введение препарата золетил в дозе 0,03 мл с последующим (через 5–10 мин. после достижения глубокого наркоза) однократным внутримышечным введением 0,1 мл препарата ксилавет. В случае, если животное начнет просыпаться до окончания операции, возможно повторное введение ксилавета в той же дозировке.
2. При проведении оперативных вмешательств на кроликах – однократное внутривенное введение препарата золетил в дозе 0,2 мл, после того как животное достигнет глубокого наркоза, осуществить однократное внутривенное введение препарата ксилавет в дозе 0,2 мл. В случае пробуждения животного возможно повторное введение золетила в дозе 0,1 мл и ксилавета в дозе 0,2 мл.
Указанные дозировки являются общими и носят рекомендательный характер, точная концентрация наркотических веществ, необходимая для достижения глубокого наркоза, будет зависеть от индивидуальных особенностей животных (вес, возраст, пол). В нашей практике мы сталкивались с тем, что некоторым животным в течение оперативного вмешательства приходилось троекратно повторять введение препаратов, а другим на весь операционный период хватало однократной дозы.
Моделирование ранений и травм
паренхиматозных органов
В связи с возросшей частотой ранений и травм паренхиматозных органов и увеличением числа оперативных вмешательств на них возникла проблема изучения особенностей патологических процессов в этих органах. Поскольку главной особенностью повреждений паренхиматозных органов является развитие обильного, длительно неостанавливающегося кровотечения, на которое, по данным литературы, хирурги затрачивают до 85% операционного времени, основные усилия направлены на разработку новых эффективных методов борьбы с этим осложнением [5]. Возникает вопрос об экспериментальном моделировании травматических повреждений паренхиматозных органов с последующей отработкой методов гемостаза.
В данной статье мы хотим рассказать об экспериментальном моделировании ранений двух наиболее часто травмируемых паренхиматозных органов – печени и селезенки. Т.к. селезенка является небольшим органом, выбор экспериментального животного должен происходить из числа животных среднего и крупного размера. В настоящее время эксперименты на собаках значительно затруднены из–за затратного содержания (площади, кормление и т.д.), проблем с приобретением и постоянно возникающих прений с защитниками окружающей среды. Хотя общемировая практика показывает, что все экспериментальные торакальные и абдоминальные операции выполняются именно на собаках. В связи с вышеперечисленными проблемами наиболее подходящими животными в данном случае будут кролики. В наших исследованиях проводили опыты на кроликах массой от 2 до 2,7 кг. На основе анализа литературы и собственных практических исследований мы пришли к заключению, что лучший и наиболее удобный для проведения экспериментальных исследований способ создания ранений селезенки – это резекция верхнего полюса селезенки. Подготовку животного к операции начинают за сутки до эксперимента. В течение дня, предшествующего операции, животные не должны получать ничего, кроме воды. Во всех случаях не следует кормить животных в день операции, поскольку после операции нередко возникает пастозность кишечника, а застой каловых масс приводит к интоксикации организма животного, что отрицательно сказывается на результатах экспериментальной работы. После введения животного в наркоз проводят предварительную обработку операционного поля, удаляя на нужном участке шерсть, выстригая ее ножницами с последующим бритьем безопасной бритвой. Перед бритьем мы предварительно наносили крем–депилятор, это позволяло более полно очистить операционное поле от волосяного покрова. Животное переносят в операционную и фиксируют на операционном столе в нужном положении эластичными бинтами. После этого осуществляют доступ в брюшную полость. Для доступа мы использовали верхнесрединную лапаротомию. Кожа живота тонка, подвижна. Большим и указательным пальцами левой руки фиксируют кожу у начала предполагаемого разреза. Скальпель, взятый правой рукой, как писчее перо вкалывают вертикально и плавно переводят в наклонное положение (под углом 45–60 градусов). Рассекая кожу и подкожно – жировую клетчатку, скальпель проводят вдоль линии разреза. Пальцы левой руки по мере продвижения скальпеля переставляют по длине разреза. В конце разреза скальпель постепенно переводят в вертикальное положение и извлекают. Рана имеет одинаковую глубину по всей длине [1].
В дальнейшем послойно рассекают мышечный слой передней брюшной стенки и брюшину. Края разреза с двух сторон захватывают пинцетами и оттягивают переднюю брюшную стенку от органов брюшной полости, после этого скальпелем продолжают разрез вверх и вниз на нужную длину. При вскрытии брюшной полости у краниального конца разреза видна печень. Острый тонкий край ее слегка выступает из–под реберных дуг. Каудально у края печени виден крупных размеров желудок. Селезенка располагается под желудком и прикрыта петлями тонкого кишечника. Она представляет собой узкое и длинное образование темно–красного цвета (рис. 1). Селезенка – непарный орган брюшной полости, расположенный в левом поддиафрагмальном пространстве. В фиксации селезенки важное участие принимают следующие связки: желудочно–селезеночная, диафрагмально–селезеночная, селезеночно–почечная, селезеночно–ободочная и диафрагмально–ободочная. Вследствие слабости связочного аппарата, к тому же отходящего от подвижных органов, селезенка является наиболее подвижным из всех паренхиматозных органов брюшной полости. Основным источником ее кровоснабжения является селезеночная артерия. Она проходит вдоль верхнего края поджелудочной железы к ее воротам и может впадать одним или несколькими стволами, идущими к полюсам. Вена селезенки является одним из основных трех венозных сосудов, образующих воротную вену, расположена в непосредственной близости и под одноименной артерией [13]. Дополнительно в кровоснабжении селезенки принимают участие несколько коротких желудочно–селезеночных артерий.
После осуществления доступа в брюшную полость и обнаружения селезенки ее можно вывести в рану, аккуратно вытягивая пинцетом за желудочно–селезеночную связку. Затем приступают к следующему этапу – мобилизации резецируемого полюса органа. Для этого перевязывают и резецируют 2–3 желудочно–селезеночные артерии вместе с участком одноименной связки (рис. 2). После этого осуществляют резекцию мобилизованного полюса селезенки, таким образом моделируется ранение селезенки. Теперь можно приступать к самому экспериментальному исследованию методов остановки кровотечений из селезенки. После осуществления гемостаза селезенку погружают в брюшную полость и послойно зашивают рану. В конце операции на область кожного шва накладывают асептическую повязку. Следует отметить, что кролики очень уязвимы в послеоперационном периоде, неаккуратное отношение и грубые манипуляции во время оперативного вмешательства, а также недостаточное внимание и уход за животными в послеоперационном периоде могут приводить к летальным исходам. Требуется тщательный ежедневный осмотр и уход за животными в послеоперационном периоде в течение как минимум 7–10 дней.
Самым крупным органом брюшной полости и самым крупным паренхиматозным органом является печень. Для моделирования травматических повреждений печени можно использовать как мелких лабораторных животных, так и крупных. В этом случае самым «привилегированными» животными являются крысы, которые обладают рядом неоспоримых преимуществ: налицо экономическая выгода, т.к. снижаются расходы на приобретение и содержание животных, на медикаменты, используемые в экспериментах; в связи с небольшой площадью, необходимой для размещения животных, возможно проведение экспериментов одновременно на больших партиях; крысы чрезвычайно толерантны к оперативному вмешательству и не требуют соблюдения тщательной асептики [11]. Печень крыс – округлый с неправильными очертаниями орган красно–коричневого цвета, самый крупный в брюшной полости. Большая часть органа находится в правом подреберье. Различают краниальную, диафрагмальную поверхности печени и каудальную, висцеральную поверхность, соприкасающуюся с желудком. В центре висцеральной поверхности расположены ворота печени – участок вхождения сосудов, нервов и выхода печеночных протоков. Печень посредством междолевых вырезок подразделяется на четыре доли: срединную, правую, левую и хвостатую. Срединная доля относительно большая, расположена наиболее краниально, несет на себе глубокую щель – вырезку круглой связки, в которой проходит круглая связка печени. Правая доля печени меньше предыдущей, краниально прилежит к срединной доле, каудально – к двенадцатиперстной кишке, частично разделена на две части: передний и задний сегмент. Левая доля печени самая крупная, каудальным краем прилежит к желудку; вентральнее ее располагается хвостатая доля. Хвостатая доля самая маленькая, расположена вокруг пищевода, прилежит к срединной и левой долям. От каждой доли отходит печеночный проток, они сливаются и образуют общий желчный проток. Желчный пузырь у крыс отсутствует (рис. 3) [8].
Первые этапы моделирования повреждений печени вплоть до доступа в брюшную полость в точности повторяют этапы моделирования повреждений селезенки у кроликов. После вскрытия брюшной полости у верхнего конца разреза видна крупная левая доля печени. У нижнего края печени виден крупных размеров желудок. Как и в случае с селезенкой, для моделирования травматических повреждений используют резекцию участка паренхимы органа. В данном случае резецируют фрагмент левой доли печени. Аккуратно захватив пинцетом левую долю печени, производят ее выведение в рану. После этого можно резецировать фрагмент печени. В наших исследованиях резецировали участок паренхимы размером около 1,5 х 1,5 см. После осуществления гемостаза печень аккуратно погружают в брюшную полость и послойно ушивают послеоперационную рану. Для ушивания послеоперационных ран у экспериментальных животных лучше всего использовать рассасывающий шовный материал на атравматической игле.
Заключение
Представленные в статье способы экспериментального моделирования повреждений паренхиматозных органов, а также методы наркотизации являются наиболее общими и разработаны на основании анализа литературы и собственных исследований, поэтому могут быть рекомендованы для использования в научно–исследовательской практике.

Рис.1. Положение внутренних органов кролика с левой стороны (П.П. Попеско)

Рис. 2. Верхний полюс селезенки после мобилизации

Рис. 3. Печень с дорсальной поверхности

Литература
1. Воронков Д.Д. Методичка по экспериментальной хирургии (МБФ РГМУ). URL: http://www.referat.ru/referats/view/19756
2. Кованов В.В. Эксперимент в хирургии. – М.: Мол. гвардия, 1989. – 239 с.
3. Кузнецов А.Ф. Справочник ветеринарного врача. – СПб.: Лань, 2001. – 896 с.
4. Кузнецов В.С. Общая анестезия грызунов (практический опыт). URL: http://www.zooclub.ru/mouse/9.shtml.
5. Литвина Л.Л. Местный гемостаз в хирургии повреждений печени и селезенки. URL: http://www.fesmu.ru/elib/Article.aspx?id=49684.
6. Лопухин Ю.М. Экспериментальная хирургия. – М.: Медицина, 1971. – 346 с.
7. Мозгов И.Е. Фармакология. Руководство для ветеринарных врачей. – М.: Государственное издательство сельскохозяйственной литературы, 1952. – 581 с.
8. Ноздрачев А.Д. Анатомия крысы. – СПб.: Лань, 2001. – 464 с.
9. Попеско П.П. Атлас анатомии домашних животных. Т. 2, 1974. – 245 с.
10. Пульняшенко П.Р. Анестезиология и реаниматология собак и кошек. URL: http://vetvrach.info/anest3.html.
11. Синичев Д.Н., Байтингер В.Ф., Селянинов К.В. и др. Экспериментальное моделирование трансплантации свободного кожного лоскута на крысах // Вопр. реконструктивной и пластической хирургии. – 2005. – № 2. – С. 27–28.
12. Табаков Г.П. Основы ветеринарии. Учебник. – М.: Академия, 2006. – 256 с.
13. Шевченко Ю. Л. Частная хирургия. Т. 2: Учебник для медицинских вузов. _ СПб: Специальная литература, 1998. – 478 с.
14. Практические рекомендации по применению препарата Золетил. URL: http://www.allvet.ru/drugs/zoletil.php
15. Практические рекомендации по применению препарата Ксилавет. URL: http://www.petsovet.ru/catalog/cats/element.php?section_id=936&element_id=17565
16. С 1 2434656 RU A61 N1/44. Способ остановки интраоперационного капиллярного и паренхиматозного кровотечения / Дамбаев Г.Ц., Байков А.Н., Семичев Е.В. и др. – №2010132795/14; Заявл. 04.08.2010 // URL: http://www.fips.ru/cdfi/fips.dll?ty=29&docid= 2434656&cl=9&path=http://195.208.85.248/Archive/PAT/2011FULL/2011.11.27/DOC/RUNWC1/000/000/002/434/656/document.pdf

Оцените статью


Поделитесь статьей в социальных сетях

Порекомендуйте статью вашим коллегам

Предыдущая статья
Следующая статья

Авторизируйтесь или зарегистрируйтесь на сайте для того чтобы оставить комментарий.

зарегистрироваться авторизоваться
Наши партнеры
Boehringer
Jonson&Jonson
Verteks
Valeant
Teva
Takeda
Soteks
Shtada
Servier
Sanofi
Sandoz
Pharmstandart
Pfizer
 OTC Pharm
Lilly
KRKA
Ipsen
Gerofarm
Gedeon Rihter
Farmak