Липидный анализ слезной жидкости в диагностике дисфункции мейбомиевых желез

лет

предоставляем актуальную медицинскую информацию от ведущих специалистов, помогая врачам в ежедневной работе

Присоединяйтесь!

Личный кабинет

лет

Присоединяйтесь!

лет

Присоединяйтесь!

Липидный анализ слезной жидкости в диагностике дисфункции мейбомиевых желез

string(5) "80916"

Офтальмология

646

28 мая 2024

ФГБОУ ВО СибГМУ Минздрава России, Томск, Россия

ФГБУН СБН Центр ФМБА России, Северск, Российская Федерация

Липидный слой слезной пленки (СП) играет важную роль в поддержании гомеостаза глазной поверхности, препятствуя как чрезмерному испарению водянистого слоя СП, так и повышенной теплоотдаче с поверхности эпителия роговицы и конъюнктивы. Липидный состав СП значительно отличается от любого другого липидного пула в организме человека и состоит из двух основных слоев: наружного — из неполярных липидов и внутреннего — из полярных липидов. Неполярные липиды, лишенные внутреннего распределенного заряда, соответствуют толстому наружному слою, в то время как полярные липиды, имеющие положительные и отрицательные заряды на концах молекулы, формируют тонкий внутренний слой. Оба вида липидов синтезируются в мейбомиевых железах (МЖ) и обеспечивают стабильность СП. При дисфункции мейбомиевых желез (ДМЖ) меняются состав и физические свойства липидов, вызывая патологические изменения как в МЖ, так и в СП. При ДМЖ мейбум уплотняется и приобретает более высокую, чем в норме, температуру плавления. В секрете МЖ и в СП уменьшается количество неполярных и амфифильных липидов, вследствие чего ухудшается защитное действие липидного слоя слезы и снижается ее стабильность.

Помощь в изучении механизмов развития и прогрессирования различных заболеваний глазной поверхности (синдром «сухого глаза», ДМЖ, рецидивирующий блефароконъюнктивит и др.) может оказать липидное картирование, анализирующее липидный состав того или иного биологического материала пациента, например слезной жидкости. Это высокоинформативный метод исследования, отличающийся безопасностью и минимальной травматичностью, обеспечивающий получение новых данных фундаментального характера об особенностях СП при различных видах патологии глазной поверхности, а также открывающий перспективы установления индивидуальных особенностей течения патологии и выработки персонализированных подходов к лечению в каждом конкретном клиническом случае.

Ключевые слова: слеза, липиды слезной пленки, глазная поверхность, дисфункция мейбомиевых желез, липидный анализ.

L.R. Takhauova^1,2, A.A. Guseva¹, A.A. Krylova^1, O.I. Krivosheina¹

¹Siberian State Medical University, Tomsk, Russian Federation

²Seversk Biophysical Scientific Center of the Federal Medical Biological Agency of Russia, Seversk, Russian Federation

The tear film lipid layer plays a crucial role in maintaining ocular surface homeostasis by preventing excessive evaporation of the aqueous layer and reducing heat transfer from the corneal and conjunctival surface. The lipid composition of the tear film is unique and consists of two main layers: the outer (nonpolar lipids) and the inner (polar lipids). The thick outer layer of the tear film is composed of non-polar lipids that lack internal distributed charge, while the thin inner layer is formed by polar lipids with positive and negative charges at the ends of the molecule. Both types of lipids are synthesized in the meibomian glands (MG) and contribute to tear film stability. Meibomian gland dysfunction (MGD) alters the composition and physical properties of lipids, leading to pathological changes in both the MG and tear film. In meibomian gland dysfunction (MGD), the meibum thickens and acquires a higher melting point than normal. This leads to a decrease in the amount of nonpolar and amphiphilic lipids in the meibomian gland secretion and tear film. Consequently, the protective effect of the tear lipid layer is impaired, and its stability is compromised.

Lipid mapping analyzes the lipid composition of biological samples, such as tear fluid, to study the mechanisms of the development and progression of various ocular surface diseases, including dry eye syndrome, MGD, and recurrent blepharoconjunctivitis. This method provides fundamental data on the properties of the tear film in various ocular surface diseases. It has the potential to establish hallmarks of disease course and develop personalized treatment approaches for specific clinical cases.

Keywords: tear, tear film lipids, ocular surface, meibomian gland dysfunction, lipid analysis.

For citation: Takhauova L.R., Guseva A.A., Krylova A.A., Krivosheina O.I. Lipid analysis of tear fluid as a diagnostic tool for meibomian gland dysfunction. Russian Journal of Clinical Ophthalmology. 2024;24(2):83–87 (in Russ.). DOI: 10.32364/2311-7729-2024-24-2-7.

Для цитирования: Тахауова Л.Р., Гусева А.А., Крылова А.А., Кривошеина О.И. Липидный анализ слезной жидкости в диагностике дисфункции мейбомиевых желез. Клиническая офтальмология. 2024;24(2):83-87. DOI: 10.32364/2311-7729-2024-24-2-7.

Введение

Слезная жидкость (СЖ) представляет собой сложную поликомпонентную систему, непрерывно увлажняющую глазную поверхность, в которой активно протекают метаболические, иммунологические, регуляторные и защитные процессы [1, 2].

В нормальных условиях скорость продукции слезы колеблется в диапазоне от 0,5 до 2,2 мкл/мин, скорость оборота — примерно 16% в минуту [3, 4]. Объем слезы на глазной поверхности человека составляет 7–10 мкл, а ее состав очень сложен и включает в себя неорганические электролиты, белки, липиды, холестерин, фосфолипиды и другие продукты обмена жиров, лизоцим, лактоферрин, простагландины, иммуноглобулины, ингибиторы протеолитических ферментов и др. [5–7].

Слезная пленка (СП), покрывающая глазную поверхность, состоит из нескольких слоев: муцинового слоя (толщиной от 0,02 до 0,05 мкм), состоящего из гликопротеинов, водянистого слоя (толщиной 0,7 мкм), содержащего электролиты, пептиды и гликопротеины, и поверхностного липидного слоя (толщиной 0,1 мкм). Поскольку СП также служит оптической преломляющей средой, поддержание ее стабильности играет ключевую роль в обеспечении оптимальной остроты зрения [8–10].

Муциновый слой СП обеспечивает равномерное распределение слезы на гидрофобном эпителии глазной поверхности и сглаживает микронеровности переднего эпителия роговицы. Кроме того, муцин влияет на вязкость СП, способствуя ее стабильности [11–14]. Дефицит муцинового слоя обусловливает десквамацию эпителиоцитов конъюнктивы и роговицы с последующей инициацией воспаления глазной поверхности.

Водянистый слой СП образуется за счет дополнительных слезных желез Вольфринга и Краузе и обеспечивает доставку кислорода и питательных веществ к эпителию роговицы. Данный слой представлен растворимыми в воде электролитами и органическими высокомолекулярными соединениями, содержит ферменты, факторы роста (эпидермальный фактор роста, трансформирующий фактор роста β), защитные факторы (лизоцим, гистамин, простагландины, иммуноглобулины Аs, G, M, D, E), глюкозу, витамины и антиоксиданты [15].

Снаружи водянистый слой СП покрыт довольно тонким липидным слоем. Он играет крайне важную роль в поддержании гомеостаза глазной поверхности, препятствуя как чрезмерному испарению водянистого слоя СП, так и повышенной теплоотдаче с поверхности эпителия роговицы и конъюнктивы. Помимо этого, липидный слой СП обеспечивает гладкость внешней поверхности СЖ, создавая условия для правильного преломления лучей света данной оптической средой [4].

Установлено [16], что при мигательных движениях век происходит изменение структуры слоев липидных молекул СЖ. При полузакрытой глазной щели липидные молекулы формируют так называемую «общую заслонку» толщиной от 25 до 500 нм, состоящую из 50–100 слоев липидов, либо истончаются, равномерно распределяясь по глазной поверхности.

Липиды, входящие в состав СП, синтезируются мейбомиевыми железами (МЖ) и железистыми клетками Цейса и Молля. Липидный состав мейбума значительно отличается от любого другого липидного пула в организме человека. Он представлен двумя слоями: внешним слоем неполярных липидов и внутренним слоем полярных липидов [17]. Полярные липиды обладают положительными и отрицательными зарядами на своих концах, в то время как неполярные липиды лишены заряда.

Уникальность мейбума заключается в особенном сочетании классов липидов, а также в гидроксилировании жирных кислот и спиртов, изо- и антеизоразветвлении мейбомиевых липидов. Основные составляющие мейбума — это нейтральные липиды: эфиры воска и холестерина, диэфиры и триацилглицерины, в меньшем количестве — свободные жирные кислоты, (О-ацил)-ω-гидроксижирная кислота, фосфолипиды, сфингомиелины, керамиды и др. [18].

Неполярные липиды СП

Основными липидами СП являются неполярные липиды, в частности эфиры воска и холестерина, которые синтезируются МЖ и составляют до 70% всего липидного слоя слезы [19, 20].

Эфиры воска в СП образуют внешний барьер, защищающий глазную поверхность от вредных воздействий окружающей среды и препятствующий испарению влаги [19, 20].

Эфиры холестерина в большом количестве обнаруживаются в мейбуме и кожном сале, при этом их содержание в других тканях организма человека невелико. Углеводородные цепочки холестериновых эфиров длинные, разветвленные и параллельно расположены друг к другу, благодаря чему мейбум имеет плотную структуру и относительно высокую температуру плавления [20].

Полярные (амфифильные) липиды СП

В СЖ присутствуют также полярные или амфифильные липиды, которые обладают как гидрофильными, так и гидрофобными концами. Такое строение позволяет данному виду липидов образовывать ламеллярные структуры благодаря притяжению их полярных частей к водному слою СП на границе вода — липиды [21]. Следствием этого является уменьшение поверхностного натяжения с образованием стабильной мультимолекулярной СП и равномерным распределением слезы по поверхности глаза. Доля полярных липидов в мейбуме составляет не менее 16% от общего объема [22].

Основные амфифильные липиды СП — это фосфолипиды и сфингомиелины, располагающиеся преимущественно в подслое полярных липидов [19]. Среди фосфолипидов СП наиболее часто (более 60% случаев) встречаются фосфатидилхолины, в 15% — фосфатидилэтаноламины. При этом в секрете МЖ человека содержание фосфатидилхолинов изолированно или в комбинации со сфингомиелинами составляет не более 0,015–0,2% от общего состава липидов мейбума [19, 20]. Подобное парадоксальное несоответствие высокого содержания фосфолипидов в слезе и незначительного их количества в секрете МЖ, являющемся основным источником липидов СП, делает актуальным вопрос о происхождении фосфолипидов СЖ.

В 2014 г. в составе мейбума здорового человека обнаружен новый тамфифильный вид липидов — холестерилсульфат [23].

Сравнительно недавно установлено, что (О-ацил)-ω-гидроксижирная кислота в равной степени присутствует как в секрете МЖ, так и в СП [21, 24]. Одной из возможных физиологических ролей (О-ацил)-ω-гидроксижирной кислоты является формирование межфазного слоя СП, обеспечивающего ее стабильность. Так, например, снижение концентрации (О-ацил)-ω-гидроксижирной кислоты в СЖ у пациентов с синдромом «сухого глаза» (ССГ) сопровождается значительной дестабилизацией СП [23].

Характерной чертой всех основных классов сложных мейбомиевых липидов, таких как сложные эфиры воска, холестерин и (О-ацил)-ω-гидроксижирная кислота, является максимальная длина основной углеродной цепи, достигающая 36 углеродных остатков.

Дисфункция МЖ

У пациентов с дисфункцией МЖ (ДМЖ) существенно меняются состав и физические свойства липидов, что усугубляет патологические изменения как в самих МЖ, так и в СП [24]. При ДМЖ мейбум становится более густым и имеет более высокую температуру плавления, чем в норме, поэтому для перехода густого секрета МЖ в жидкое состояние требуется дополнительная тепловая энергия (прогревание).

Кроме того, как в секрете МЖ, так и в СП в целом при ДМЖ существенно снижается содержание неполярных липидов (эфиров холестерина и воска) и амфифильных липидов (фосфолипидов и сфингомиелинов), что приводит к ухудшению защитного действия липидного слоя СП и снижению ее стабильности.

Патогенетически различают две формы ДМЖ — рубцовую и нерубцовую [25]. Рубцовая форма ДМЖ возникает при сужении протоков МЖ, например на фоне трахомы и эритемы, что сопровождается уплотнением мейбума и ухудшением его оттока. Нерубцовая форма данной патологии возникает вследствие атрофии МЖ на фоне различных дерматологических заболеваний (акне, псориаз, дерматит), вызывающих гиперкератинизацию их выводных протоков [26–29].

Поскольку МЖ представляют собой основной источник липидов слезы, закупорка их протоков или стаз секрета может приводить к дефициту ключевых липидов СП, что, в свою очередь, приводит к нарушению ее стабильности [29].

Основными причинами качественного изменения мейбума при ДМЖ, согласно общепризнанному мнению [30], являются повышение температуры его плавления и снижение содержания в слезе фосфолипидов и сфингомиелинов.

Установлено, что липиды мейбума пациентов с ДМЖ формируют более упорядоченную и жесткую молекулярную структуру по сравнению с нормальным мейбумом, обладающим неупорядоченной жидкокристаллической структурой [28]. Сильное взаимодействие между молекулами липидов в упорядоченной структуре существенно затрудняет их распад и переход в жидкокристаллическую фазу. Как следствие, температура плавления мейбума при ДМЖ повышается, составляя в среднем 32,2 °C, что на 4 °C превышает нормальный показатель (28,9 °C) [30]. Кроме того, ситуация усугубляется тем, что средняя температура тарзальной конъюнктивы у пациентов с ДМЖ значительно (по меньшей мере на 1,5 °C) ниже, чем в норме, а также ниже средней температуры плавления мейбума [31].

Согласно современным исследованиям [32] при ДМЖ в мейбуме отмечается снижение содержания сложных эфиров воска и холестерина, что приводит к формированию более упорядоченной структуры мейбума и повышению температуры его плавления при данной патологии. Одной из возможных причин подавления синтеза и секреции эфиров воска является присутствие и размножение комменсальных бактерий на краях век [33, 34]. Выделяемые бактериями липолитические ферменты гидролизуют эфиры воска, что приводит к уменьшению их содержания в мейбуме с одновременным увеличением содержания других продуктов этой реакции, таких как свободные жирные кислоты и свободный холестерин. Снижение концентрации неполярных липидов в СП обусловливает появление дефектов наружного — липидного — слоя СП с увеличением скорости испарения слезы.

Необходимо отметить, что патологические изменения полярных липидов СП, обеспечивающие соединение между собой слоя неполярных липидов и водно-муцинового слоя, сопровождаются повышением поверхностного натяжения и нестабильностью СП [31, 33]. В СП пациентов с блефаритами, сухим кератоконъюнктивитом отмечается снижение содержания фосфолипидов и сфингомиелинов.

Анализ липидного состава слезы

Существенную помощь в изучении механизмов развития и прогрессирования различных заболеваний глазной поверхности, таких как ССГ, ДМЖ, рецидивирующий блефароконъюнктивит и др., может оказать липидное картирование, анализирующее липидный состав того или иного биологического материала пациента, например СЖ.

Разделение, идентификация и количественное определение липидов слезы осуществляются с помощью различных аналитических подходов [35, 36]. Учитывая ограниченный объем получаемой для исследования слезы и существенный диапазон массы веществ, входящих в ее состав, рекомендуется проведение жидкостной хроматографии в сочетании с тандемной масс-спектрометрией [37, 38].

Необходимо отметить, что существенное влияние на результат липидного анализа СЖ оказывают такие этапы исследования, как сбор, хранение и обработка получаемого материала.

Забор проб слезы для липидного анализа

В настоящее время для получения СЖ применяется несколько способов. Одним из весьма распространенных является прямой сбор слезы в стеклянный капилляр, один из концов которого погружается в нижний свод конъюнктивального мешка глаза [39, 40]. Процесс сбора слезы при помощи стеклянного капилляра происходит медленно и прерывисто из-за естественных движений глаз и моргания, что может вызвать заметный дискомфорт у пациента, особенно в случае наличия эрозий на поверхности глаза, воспалительных процессов или ССГ. Необходимо отметить, что использование стеклянного капилляра для отбора слезы требует определенных навыков, так как существует потенциальный риск механического повреждения глазной поверхности. Более того, данный метод сбора слезы может быть неэффективным при выраженном дефиците водного компонента слезы в случае ССГ, болезни Шегрена и хронических воспалительных заболеваний глаз различной этиологии.

Другой широко применяемый метод сбора слезы основан на принципе абсорбции материала исследования с помощью поглощающего материала, помещенного за нижнее веко. С этой целью используются ацетатцеллюлозные фильтры, поливинилацетатные губки, а также тест-полоски Ширмера [41].

При заборе СЖ для исследования ее биохимического состава тест-полоска Ширмера, представляющая собой полоску фильтровальной бумаги шириной 50 мм и длиной 450 мм, после загибания одного из ее концов на 0,5 см помещается загнутым краем в нижний конъюнктивальный свод на 5 мин [42].

Преимуществами данного метода для сбора СЖ является малоинвазивность, простота транспортировки и хранения. Важным доводом в пользу использования тест-полосок Ширмера служит способность получения биологического материала у пациентов с выраженным дефицитом слезы. Кроме того, этот метод сбора не требует специализированного оборудования и, согласно результатам исследований применения тест-полосок Ширмера [43, 44], обеспечивает достоверные данные об объеме слезы и содержании в ней отдельных биохимических компонентов.

Однако при проведении диагностического забора слезы необходимо учитывать, что непосредственное размещение тест-полоски в конъюнктивальной полости исследуемого глаза вызывает рефлекторное слезотечение, потенциально способное менять липидный состав СЖ [45–47]. В связи с этим важным требованием к забору слезы с помощью тест-полосок Ширмера для липидного анализа СЖ, которое должно неукоснительно выполняться, является осторожное и аккуратное размещение тест-полоски за нижним веком исследуемого глаза пациента.

Подготовка и хранение проб

При использовании тест-полосок Ширмера для забора слезы применяют разные методы извлечения липидов из полоски, одним из наиболее простых является центрифугирование. Пропитанную слезой полоску Ширмера отрезают и помещают в пробирку с 500 мкл физиологического раствора хлорида натрия 0,9 г/л. Затем проводится центрифугирование при 3000 оборотов в 1 мин в течение 10 мин, что позволяет элюировать компоненты слезы в физиологический раствор [48].

Определение концентрации липидов в образцах СЖ проводится в соответствии с учетом коэффициента разведения слезы физиологическим раствором. С этой целью осуществляется расчет исходного объема забранной для исследования слезы: если 1,0 мм пропитанной СЖ полоски соответствует 1 мкл ее объема, то фактический объем полученной слезы (V _слезы) в мкл равен длине смоченной зоны полоски в 1,0 мм.

Конечный объем образца (V _{образца}) для лабораторного анализа включает объем забранной СЖ и объем физиологического раствора 500 мкл, используемый для разведения:

V образца = V _слезы + 500 мкл.

Коэффициент разведения (К _разв) образца СЖ рассчитывается по формуле:

К разв = V _{образца} / V _слезы.

Хранение полученных образцов слезы возможно в течение длительного периода времени благодаря применению специального метода высушивания и строгому соблюдению температурного режима: при хранении проб рекомендуемая температура — минус 20 °C, при их транспортировке — минус 80 °C. В случае несоблюдения температурного режима концентрация липидов в образцах СЖ значительно снижается [49]. Четкое соблюдение правил подготовки, хранения и транспортировки проб СЖ позволяет избежать погрешностей в определении количественного состава слезы, что обеспечивает возможность корректной идентификации липидов при различных заболеваниях органа зрения.

Заключение

Слезная пленка представляет собой сложную систему, чувствительную ко многим физиологическим изменениям, в частности к уменьшению содержания в ней неполярных и амфифильных липидов. Уменьшение содержания липидов в СЖ возможно как вследствие стаза секрета или закупорки протоков МЖ при их дисфункции, так и вследствие повышения активности бактериальных липаз, гидролизующих неполярные липиды слезы с образованием побочных продуктов реакции.

Существенную помощь в изучении закономерностей развития и прогрессирования различных заболеваний глазной поверхности может оказать липидный анализ СЖ. Будучи высокоинформативным методом исследования, отличающимся безопасностью и минимальной травматичностью, он обеспечивает получение новых данных фундаментального характера об особенностях СП при различных видах патологии глазной поверхности, а также открывает перспективы установления индивидуальных особенностей течения патологии и выработки персонализированных подходов к лечению в каждом конкретном клиническом случае.

Сведения об авторах:

Тахауова Лилия Равильевна — очный аспирант кафедры офтальмологии ФГБОУ ВО СибГМУ Минздрава России; 634050, Россия, г. Томск, Московский тракт, д. 2; младший научный сотрудник ФГБУН СНБН Центр ФМБА России; 634013, Россия, г. Северск, пер. Чекист, д. 7, корп. 2; ORCID iD 0000-0002-6261-9795.

Гусева Алина Андреевна — ординатор кафедры офтальмологии ФГБОУ ВО СибГМУ Минздрава России; 634050, Россия, г. Томск, Московский тракт, д. 2; ORCID iD 0009-0009-9832-1710.

Крылова Анна Андреевна — к.м.н., доцент кафедры офтальмологии ФГБОУ ВО СибГМУ Минздрава России; 634050, Россия, г. Томск, Московский тракт, д. 2; ORCID iD 0000-0001-8009-6302.

Кривошеина Ольга Ивановна — д.м.н., профессор, заведующая кафедрой офтальмологии ФГБОУ ВО СибГМУ Минздрава России; 634050, Россия, г. Томск, Московский тракт, д. 2; ORCID iD 0000-0001-7509-5858.

Контактная информация: Тахауова Лилия Равильевна, e-mail: tahauovaa@gmail.com.

Прозрачность финансовой деятельности: никто из авторов не имеет финансовой заинтересованности в представленных материалах или методах.

Конфликт интересов отсутствует.

Статья поступила 05.02.2024.

Поступила после рецензирования 29.02.2024.

Принята в печать 27.03.2024.

About the authors:

Liliya R. Takhauova — postgraduate student of the Department of Ophthalmology, Siberian State Medical University; 2, Moskovskiy tract, Tomsk, 634050, Russian Federation; junior researcher, Seversk Biophysical Scientific Center of the Federal Medical Biological Agency of Russia; 7, build. 2, Chekist lane, Seversk, 634013, Russian Federation; ORCID iD 0000-0002-6261-9795.

Alina A. Guseva — resident of the Department of Ophthalmology, Siberian State Medical University; 2, Moskovskiy tract, Tomsk, 634050, Russian Federation; ORCID iD 0009-0009-9832-1710.

Anna A. Krylova — C. Sc. (Med.), associate professor of the Department of Ophthalmology, Siberian State Medical University; 2, Moskovskiy tract, Tomsk, 634050, Russian Federation; ORCID iD 0000-0001-8009-6302.

Olga I. Krivosheina — Dr. Sc. (Med.), Professor, Head of the Department of Ophthalmology, Siberian State Medical University; 2, Moskovskiy tract, Tomsk, 634050, Russian Federation; ORCID iD 0000-0001-7509-5858.

Contact information: Lilliya R. Takhauova, e-mail: tahauovaa@gmail.com.

Financial Disclosure: no authors have a financial or property interest in any material or method mentioned.

There is no conflict of interest.

Received 05.02.2024.

Revised 29.02.2024.

Accepted 27.03.2024.

1. Willcox M.D.P., Argüeso P., Georgiev G.A. et al. TFOS DEWS II Tear Film Report. Ocul Surf. 2017;15(3):366–403. DOI: 10.1016/j.jtos.2017.03.006.
2. Craig J.P., Nelson J.D., Azar D.T. TFOS DEWS II Report Executive Summary. Ocul Surf. 2017;XXX:1–11. DOI: 10.1016/j.jtos.2017.08.003.
3. Gipson I.K. Distribution of mucins at the ocular surface. Exp Eye Res. 2004;78(3):379–388. DOI: 10.1016/s0014-4835(03)00204-5.
4. Бржеский В.В. Синдром «сухого глаза» у людей молодого возраста: нерешенная проблема современности. Современная оптометрия. 2007;2(2):38–43.Brzheskij V.V. Dry eye syndrome in young people: unsolved problem of the modern time. Modern optometry. 2007;2(2):38–43 (in Russ.).
5. Сафонова Т.Н., Медведева Е.С. Дисфункция мейбомиевых желез у пациентов с сахарным диабетом. Сахарный диабет. 2022;25(2):186–191. DOI: 10.14341/DM12798.Safonova T.N., Medvedeva E.S. Dysfunction of the meibomian glands in patients with diabetes mellitus. Diabetes mellitus. 2022;25(2):186–191 (in Russ.). DOI: 10.14341/DM12798.
6. Сафонова Т.Н., Атькова Е.Л., Кинтюхина Н.П., Резникова Л.В. Современные методы исследования морфофункционального состояния век при дисфункции мейбомиевых желез. Вестник офтальмологии. 2018;134(5):276–281. DOI: 10.17116/oftalma2018134051276.Safonova T.N., At'kova E.L., Kintukhina N.P., Reznikova L.V. Modern methods of evaluating the morphological and functional state of the eyelids in chronic blepharitis. Vestnik Oftalmologii. 2018;134(5):276–281 (in Russ.). DOI: 10.17116/oftalma2018134051276.
7. Бржеский В.В., Егорова Г.Б., Егоров Е.А. Синдром «сухого глаза» и заболевания глазной поверхности: клиника, диагностика, лечение. М.: ГЭОТАР-Медиа. 2016:464. Brzheskij V.V., Egorova G.B., Egorov E.A. Dry eye syndrome and diseases of the eye surface: clinical course, diagnostics, treatment. M.: GEOTAR-Media. 2016:464 (in Russ.).
8. Oxholm P., Daniels T., Bendtzen K. Cytokine expression in labial salivary glands from patients with primary Sjogrens syndrome. Autoimmunity. 1992;12(3):185–191. DOI: 10.3109/08916939209148458.
9. Бржеский В.В. Синдром «сухого глаза» — болезнь цивилизации: современные возможности диагностики и лечения. Медицинский Совет. 2013;(3):114–116. DOI: 10.21518/2079-701X-2013-3-114-116.Brzhesky V.V. Dry eye syndrome: a disease of the civilization. diagnosis and treatment options. Medical Council. 2013;(3):114–116 (in Russ.). DOI: 10.21518/2079-701X-2013-3-114-116.
10. Elgin C.Y., Iskeleli G., Aydin O. Effects of the rigid gas permeable contact lense use on tear and ocular surface among keratoconus patients. Cont Lens Anterior Eye. 2018;41(3):273–276. DOI: 10.1016/j.clae.2017.12.013.
11. Аветисов С.Э., Сурнина З.В., Новиков И.А. и др. Влияние слезной пленки на результаты прямой оценки чувствительности роговицы. Вестник офтальмологии. 2020;136(2):81–85. DOI: 10.17116/oftalma202013602181.Avetisov S.É., Surnina Z.V., Novikov I.A. et al. The effect of the tear film on the results of a direct assessment of the sensitivity of the cornea. Vestnik Oftalmologii. 2020;136(2):81–85 (in Russ.). DOI: 10.17116/oftalma202013602181.
12. Сафонова Т.Н., Медведева Е.С. Современные возможности исследования состава секрета мейбомиевых желез. Вестник офтальмологии. 2022;138(1):84–89. DOI: 10.17116/oftalma202213801184.Safonova T.N., Medvedeva E.S. Modern possibilities of studying the composition of meibomian glands secretion. Vestnik Oftalmologii. 2022;138(1):84–89 (in Russ.). DOI: 10.17116/oftalma202213801184.
13. Oxholm P., Daniels T., Bendtzen K. Cytokine expression in labial salivary glands from patients with primary Sjogrens syndrome. Autoimmunity. 1992;12(3):185–191. DOI: 10.3109/08916939209148458.
14. Jones D.T., Monroy D., Ji Z. et al. Sjögren's syndrome: cytokine and Epstein-Barr viral gene expression within the conjunctival epithelium. Invest Ophthalmol Vis Sci. 1994;35(9):3493–3504. PMID: 8056525.
15. Мошетова Л.К., Косырев А.Б., Цихончук Т.В., Яровая Г.А. Оценка региональной фибринолитической активности слезной жидкости путем определения уровня D-димера у пациентов с окклюзией ретинальных вен. Офтальмологические ведомости. 2016;9(4):18–29. DOI: 10.17816/OV9418-29. Moshetova L.K, Kosyrev A.B., Tsikhonchuk T.V., Yarovaya G.A. assessment of regional fibrinolytic activity of tear fluid by determining the levels of D-dimer in patients with retinal vein occlusion. Ophthalmology Journal. 2016;9(4):18–29 (in Russ.). DOI: 10.17816/OV9418-29.
16. McDonald J.E. Surface phenomena of the tear film. Am J Ophthalmol. 1969;67(1):56–64. DOI: 10.1016/0002-9394(69)90008-7.
17. Fang L., Liu J., Liu Z. Immune modulating nanoparticles for the treatment of ocular diseases. J Nanobiotechnology. 2022;20(1):496. DOI: 10.1186/s12951-022-01658-5.
18. Butovich I.A., Wojtowicz J.C., Molai M. Human tear film and meibum. Very long chain wax esters and (O-acyl)-omega-hydroxy fatty acids of meibum. J Lipid Res. 2009;50(12):2471–2485. DOI: 10.1194/jlr.M900252-JLR200.
19. Butovich I.A. Tear film lipids. Exp Eye Res. 2013;117:4–27. DOI: 10.1016/j.exer.2013.05.010.
20. Cwiklik L. Tear film lipid layer: A molecular level view. Biochim Biophys Acta. 2016;1858(10):2421–2430. DOI: 10.1016/j.bbamem.2016.02.020.
21. Butovich I.A. On the presence and role of polar lipids in meibum. Invest Ophthalmol Vis Sci. 2010;51(12):6908–6911. DOI: 10.1167/iovs.10-6328.
22. Nicolaides N., Kaitaranta J.K., Rawdah T.N. et al. Meibomian gland studies: comparison of steer and human lipids. Invest Ophthalmol Vis Sci. 1981;20(4):522–536. PMID: 7194326.
23. Lam S.M., Tong L., Duan X. et al. Longitudinal changes in tear fluid lipidome brought about by eyelid-warming treatment in a cohort of meibomian gland dysfunction. J Lipid Res. 2014;55(9):1959–1969. DOI: 10.1194/jlr.P051185.
24. Arita R., Mori N., Shirakawa R. et al. Meibum Color and Free Fatty Acid Composition in Patients With Meibomian Gland Dysfunction. Invest Ophthalmol Vis Sci. 2015;56(8):4403–4412. DOI: 10.1167/iovs.14-16254.
25. Driver P.J., Lemp M.A. Meibomian gland dysfunction. Surv Ophthalmol. 1996;40(5):343–367. DOI: 10.1016/s0039-6257(96)80064-6.
26. Yokoi N., Georgiev G.A. Tear-film-oriented diagnosis for dry eye. Jpn J Ophthalmol. 2019;63:127–136. DOI: 10.1007/s10384-018-00645-4.
27. Garrigue J.-S., Amrane M., Faure M.-O. Relevance of Lipid-Based Products in the Management of Dry Eye Disease. J Ocul Pharmacol Ther. 2017;33(9):647661. DOI: 10.1089/jop.2017.0052.
28. Uysal B.S., Akcay E., Kilicarslan A. et al. Tear function and ocular surface changes following corneal collagen cross-linking treatment in keratoconus patients: 18-month results. Int Ophthalmol. 2020;40(1):169–177. DOI: 10.1007/s10792-019-01161-1.
29. Doughty M.J. Goblet cell density estimate differences in impression cytology samples varies with different magnification of images. Cont Lens Anterior Eye. 2018;41(3):290–296. DOI: 10.1016/j.clae.2017.12.002.
30. McCulley J.P., Shine W.E. Meibomian secretions in chronic blepharitis. Adv Exp Med Biol. 1998;438:319–326. DOI: 10.1007/978-1-4615-5359-5_45.
31. Qazi Y., Kheirkhah A., Blackie C. et al. Clinically Relevant Immune-Cellular Metrics of Inflammation in Meibomian Gland Dysfunction. Invest Ophthalmol Vis Sci. 2018;59:6111–6123. DOI: 10.1167/iovs.18-25571.
32. Borchman D., Ramasubramanian A., Foulks G.N. Human Meibum Cholesteryl and Wax Ester Variability With Age, Sex, and Meibomian Gland Dysfunction. Invest Ophthalmol Vis Sci. 2019;60(6):2286–2293. DOI: 10.1167/iovs.19-26812.
33. Borchman D. The optimum temperature for the heat therapy for meibomian gland dysfunction. Ocul Surf. 2019;17(2):360–364. DOI: 10.1016/j.jtos.2019.02.005.
34. Pucker A.D., Haworth K.M. The presence and significance of polar meibum and tear lipids. Ocul Surf. 2015;13(1):26–42. DOI: 10.1016/j.jtos.2014.06.002.
35. Runzhong F., Klinngam W., Heur M. et al. Tear proteases and protease inhibitors: potential biomarkers and disease drivers in ocular surface disease. Eye Contact Lens. 2021;46(2):70–83. DOI: 10.1097/ICL.0000000000000641.
36. Minami M., Otake H., Nakazawa Y. et al. Balance of Drug Residence and Diffusion in Lacrimal Fluid Determine Ocular Bioavailability in In Situ Gels Incorporating Tranilast Nanoparticles. Pharmaceutics. 2021;13(9):1425. DOI: 10.3390/pharmaceutics13091425.
37. Siddireddy J.S., Vijay A.K., Tan J., Willcox M. Effect of Eyelid Treatments on Bacterial Load and Lipase Activity in Relation to Contact Lens Discomfort. Eye Contact Lens. 2020;46(4):245–253. DOI: 10.1097/ICL.0000000000000673.
38. Ogawa Y., Shimizu E., Tsubota K. Interferons and Dry Eye in Sjögren's Syndrome. Int J Mol Sci. 2018;19(11):3548. DOI: 10.3390/ijms19113548.
39. Varu D.M., Rhee M.K., Akpek E.K. et al. Conjunctivitis Preferred Practice Pattern. Ophthalmology. 2019;126(1):P94–P169. DOI: 10.1016/j.ophtha.2018.10.020.
40. Tang Z., Fan X., Chen Y., Gu P. Ocular Nanomedicine. Adv Sci (Weinh). 2022;9(15):e2003699. DOI: 10.1002/advs.202003699.
41. Dammak A., Huete-Toral F., Carpena-Torres C. et al. From Oxidative Stress to Inflammation in the Posterior Ocular Diseases: Diagnosis and Treatment. Pharmaceutics. 2021;13(9):1376. DOI: 10.3390/pharmaceutics13091376.
42. Fan R., Chan T.C., Prakash G., Jhanji V. Applications of corneal topography and tomography: A review. Clin Exp Ophthalmol. 2018;46:133–146. DOI: 10.1111/ceo.13136.
43. Zhang X.H., Li X. Effect of rigid gas permeable contact lens on keratoconus progression: a review. Int J Ophthalmol. 2020;13(7):1124–1131. DOI: 10.18240/ijo.2020.07.17.
44. Doughty M.J. Consideration of three types of spontaneous eyeblink activity in normal humans: during reading and video display terminal use, in primary gaze, and while in conversation. Optom Vis Sci. 2001;78(10):712–725. DOI: 10.1097/00006324-200110000-00011.
45. Yilmaz F.O., Yildiz B.K., Tunc U. et al. Comparison of topical omega-3 fatty acids with topical sodium hyaluronate after corneal crosslinking: Short-term results. Ocul Immunol Inflamm. 2021;9:1–7. DOI: 10.1080/09273948.2020.1858117.
46. Wang L., Luo S., Xu H. et al. Evaluation of His-Metal Assemblies as a Drug Delivery Vehicle in the Treatment of Anterior Segment Disease Using a Corneal Inflammation Model. ACS Biomater Sci Eng. 2020;6:4012–4023. DOI: 10.1021/acsbiomaterials.0c00218.
47. Ung L., Bispo P.J.M., Shanbhag S.S. et al. The persistent dilemma of microbial keratitis: Global burden, diagnosis, and antimicrobial resistance. Surv Ophthalmol. 2019;64:255–271. DOI: 10.1016/j.survophthal.2018.12.003.
48. Ситник Г.В., Камышников В.С., Лебедева П.А. Лабораторное исследование слезной жидкости на основе использования стандартизованной технологии ее забора и пробоподготовки: результаты валидации способа взятия биологической жидкости. Лабораторная диагностика. Восточная Европа. 2021;10(4):483–492. DOI: 10.34883/PI.2021.10.4.009.Sitnik H.V., Kanishnikov V.S., Lebedeva P.A. Laboratory Study of Tear Fluid Based on the Use of a Standardized Technology for Its Collection and Sample Preparation: Results of Validation of the Method for Taking Biological Fluid. Laboratory diagnostics. Eastern Europe. 2021;10(4):483–492 (in Russ.). DOI: 10.34883/PI.2021.10.4.009.
49. Niu L., Liu X., Ma Z. et al. Fungal keratitis: Pathogenesis, diagnosis and prevention. Microb Pathog. 2020;138:103802. DOI: 10.1016/j.micpath.2019.103802.